This work was supported by NIH-NIDCR IRO1DE019355 (MJ Yost, PI), and NSF-EPSCoR (EPS-0903795).

1. Ermitteln Sie den Prozentsatz an Feststoffen in der Kollagen-Batch <ol><li> Entpacken Sie die Kollagen nach einem zuvor veröffentlichten Verfahren 13. Auftauen mindestens 20 ml Kollagen. Bestimmen Sie die anfängliche Anteil von Kollagen Feststoffe in der Partie, um die Kollagenkonzentration in den gebildeten Hydrogele zu manipulieren. <ol><li> Schneiden drei Stücke von Aluminiumfolie (ca. 6 x 6 cm), und jeder als pan Form durch den Boden eines 25 ml Becherglas werden. Das Gewicht der einzelnen Pfanne. </li><li> Fügen Sie eine kleine Menge von Kollagen zu jeder Pfanne und notieren Sie die Gesamtgewicht der Aluminiumschale und Kollagen. In 0,5-0,8 g Collagen auf jedem Aluminiumpfanne. Anmerkung: Nach diesem Schritt gibt es drei Aluminiumfolie Pfannen und jeder sollte eine geringe Menge an Kollagen aufweisen. Achten Sie darauf, das Gewicht der einzelnen (insgesamt 3) leere Aluminiumpfanne und das Gewicht der Pfanne nach der Zugabe von Kollagen zu erfassen. </li><li> Berechnen des Gewichts des Kollagens in jeder Pfanne mit den fach Formel: Collagen Gewicht = Pan und Kollagen Gewicht - Pan Gewicht </li><li> Zeigen die drei Aluminiumpfannen, dass das Kollagen in den Ofen bei 100 ° C für 24 Stunden halten. </li><li> Nach 24 Stunden und das Gewicht der einzelnen Aluminiumschale und des entwässerten Kollagens. </li><li> Berechnen des Gewichts des entwässerten Kollagens unter Verwendung der folgenden Gleichung: Dehydrierte Kollagen Gewicht = Pan und dehydrierte Kollagen Gewicht - Pan Gewicht </li><li> Der prozentuale Anteil von Fest für die drei Proben die Kollagenfeststoffkonzentration nach folgender Formel zu bestimmen: <img alt="Gleichung 2" src="/files/ftp_upload/53578/53578eq2.jpg" /></li><li> Berechnen der durchschnittlichen Kollagenfeststoffgehalt der Charge mit dem Prozentsatz der Kollagenfeststoffe für jede der drei Proben. Hinweis: Das Kollagen, das verwendet wird, ist das, was der hydratisierten Kollagen gelassen wird. Keine der entwässerte Collagen verwendet. </li><li> Nach den Prozentsatz der Kollagenfeststoff (i Bestimmungnitial Kollagenkonzentration) der Charge, bleiben die übrigen hydratisierten Kollagen verwenden. Verwenden eines kalibrierten pH-Meters der pH-Wert der Kollagen Ansatz auf 3 einzustellen. <ol><li> Hinzufügen kleiner Mengen (2-5 &amp; mgr; l zu einer Zeit) von 12 N Salzsäure (HCl). Halten auf Eis zu allen Zeiten. direkt an das Kollagen nicht die Salzsäure hinzu - die Säure zu der Seite des Rohrs hinzuzufügen. Nach Hinzufügen der Säure, verwenden Sie den Spachtel um die Säure zu dem Kollagen zu schieben und rühren Sie schnell die Mischung. </li></ol></li><li> Sobald es einen pH-Wert von 3 erreicht, lassen Sie die Kollagen-O / N bei 4 ° C sitzen. </li></ol></li></ol> 2. Herstellung des BSA Rubber <ol><li> Bereiten Sie die Rinderserumalbumin (BSA) -Lösung nach dem Verfahren unten. <ol><li> Bereiten 2x phosphatgepufferter Salzlösung (PBS). In zwei PBS Tabletten zu 100 ml Wasser 0,02 M PBS-Lösung zu machen. </li><li> Kombinieren BSA mit 2x PBS mit 30% BSA-Lösung zu schaffen, die Prozedur unten aufgeführt werden. <ol><li> Um beispielsweise eine 30% BSA mit 30 ml 2x PBS zu machen, nutzen 12,9 g BSA. Hinzufügen 1/3 des 2x PBS (beispielsweise 10 ml) in einen Kolben mit einem Rührstab. In 1/2 der BSA (zB 6,45 g BSA) in den Kolben und mit einem Spatel, befeuchten die trockenen gelösten Stoffes. </li><li> Wiederholen dieses Prozesses der Zugabe PBS BSA und dann, bis alle den gelösten Stoff und das Lösungsmittel wird in den Kolben. Verwenden Sie den Spatel all den gelösten Stoff zu benetzen. Es sieht wie eine Mischung aus etwas Flüssigkeit und Klumpen. Lassen Sie es für etwa 30 Minuten sitzen. </li><li> Schalten Sie dann den Rührer auf einem niedrigen Zyklus und stellen Sie sicher, dass sich keine Klumpen um den Rührstab. Es sollte 90 Minuten dauern, um alles in Lösung zu erhalten, oder es kann O / N bei 4 ° C stehen gelassen werden gerührt. Nach der gelöste Stoff alles gelöst ist, legen Sie die Lösung in einem 20-ml-Spritze und mit einem 0,20 um Spritzenfilter begrenzt. Drücken Sie den Kolben Flüssigkeit durch den Filter zu vertreiben und die sterilisierte Lösung in ein neues Röhrchen sammeln. Lagerung bei 4 ° C. </li></ol></li><li> Bereiten Sie 3% Glutaraldehyd solutiauf 25% Glutaraldehyd-Lösung mit steril filtriert 2x PBS verdünnen. Beispielsweise ist für 10 ml 3% ige Glutaraldehydlösung Verwenden 2 ml 25% Glutaraldehyd und 8 ml 2x PBS. Lagerung bei 4 ° C. </li></ol></li></ol> 3. Formen Behandlung Hinweis: Der Prototyp in diesem Papier verwendet eine benutzerdefinierte Edelstahl Y Formstück gemacht. Die Form enthält einen Zulauf und zwei Abströmkanäle von 4 und 3 mm. Erstens, saubere Formen, sprühen sie mit ungesättigten Schmalz, und sie sterilisieren. Bereiten Sie die Formen nach der unten beschriebenen Vorgehensweise. <ol><li> Sauberen rostfreien Stahlformen bei einer Frequenz von 35 kHz unter Verwendung von Ultraschallgerät. Legen Sie die Formen in der Ultraschallgerät und tauchen sie mit Wasser und Eis. Halten Sie die Formen Kälte zu jeder Zeit während der Ultraschallgerät läuft. Führen Sie das Ultraschallgerät für zwei Perioden von 90 min. <ol><li> Nach jeder Zeit, verwenden Sie eine Nadel, um sicherzustellen, dass es in der Luer kein Material Edelstahl sperren ist oder brass Anschluss. Wasser und Seife verwenden, die gesamte Oberfläche der beiden Seiten der Formen zu reinigen. Stellen Sie sicher, dass es keine Hindernisse in den Kanälen ist. </li></ol></li><li> Legen Sie die Formen, Schrauben und Luer-Lock-Anschluss in einem Autoklaven Tasche und Autoklaven es. </li><li> Füllen Sie die Flasche, die mit handelsüblichen Schmalz (gemischte Fettsäure Trennmittel) mit einer Luftspritze auf halbem Weg legt. Setzen Sie die Kappe mit einem regelmäßigen Kappe Flasche. Legen Sie sie in einem Autoklaven Tasche und Autoklaven es. Hinweis: Schweinefett verwendet wird, um die Freisetzung des Materials zu erleichtern, die Reaktions später injiziert werden (BSA-Kautschuk). Sie nicht die Sprüherflasche Deckel in der autoclave- legen es die innere Dichtung beschädigt werden kann. </li><li> Warm up, das Schmalz für 45 Sekunden oder bis zu seiner klar und flüssig in einer Mikrowelle. Schrauben Sie die Luftspritze Deckel mit dem Schmalz Flasche. Schließen Sie den Deckel mit der Spritze. Bringen Sie die Spritze mit der Luftquelle auf dem Labortisch. Öffnen Sie das Luftventil, und öffnen Sie die Düse der Spritze, bis es beginnt die Oberflächenbenetzungsvon einem Papiertuch. </li><li> Spray Schmalz senkrecht zu der Oberfläche der Form, bis die Oberfläche vollständig abgedeckt wird. Nach jedem Stück gespritzt wurde, legen Sie sie in einer Petrischale und abdichten. Platzieren der Formen bei 4 ° C für 2 Stunden. </li><li> Gehen die Formen zu sterilisieren, indem die Oberfläche mit UV-Licht für 30 Minuten ausgesetzt. Legen Sie sie bei 4 ° C zurück, bis sie bereit sind, Reaktion eingespritzt werden. </li></ol> 4. Reaction Injection des BSA Rubber Hinweis: Alle Materialien und Lösung sollte kalt werden halten, bis sie bereit vorzeitige Einstellung des BSA-Kautschuk in den nächsten Schritten zu verwenden, um zu verhindern. <ol><li> Bereiten Sie die Spender zur Abgabe des BSA Gummi an den Formen dieser Schritte. <ol><li> Sterilisieren Sie alle der Mischungskomponenten (zwei O-Ringe, Spritzenkappe, Doppelspritze, mischen Spitze, und 4: 1 Dispenser), indem Sie sie mit UV-Licht ausgesetzt wird für 30 Minuten in der Polymerase-Kettenreaktion (PCR) Kapuze. Hinweis: Ein PCR-Haube wurde verwendet, weil tseine Verfahren beinhaltet Fixiermittel. Diese Chemikalien können nicht wegen der Gefahr der Exposition und Toxizität für die Zellen in der Zell- / Gewebekulturhaube verwendet werden. Jede andere Haube, die eine UV-Licht enthält, wird als geeignet. </li><li> Setzen Sie die Verschlusskappe auf die Lösung Halter. </li><li> Führen Sie die Misch- und Einspritzen bei einem 4: 1-Verhältnis von BSA: Glutaraldehyd. Fügen Sie den 30% BSA dem Doppelspritzenkammer, die die höchste Menge der Lösung liefern wird (Es dauert etwa 4 ml zu füllen). Achten Sie darauf, genügend Platz zu verlassen, den O-Ring zu platzieren, um zum Überlaufen und eine Verunreinigung der benachbarten Kammer zu verhindern. </li><li> In 3% Glutaraldehyd-Lösung in die andere Kammer (es dauert ca. 1 ml zu füllen). Achten Sie darauf, genügend Platz zu verlassen, den O-Ring zu platzieren Überlaufen und eine Verunreinigung der benachbarten Kammer zu verhindern. </li><li> Der doppelte Spritze auf dem Spender. Kippen Sie die Montage vertikal, so dass die Spritzenkappe an der Spitze ist. Setzen Sie die Kappe mit dem Mischspitze. </li><li> Screw die beiden Edelstahl Formstücke zusammen. </li><li> Legen Sie die Baugruppe im Inneren eines Autoklaven Tasche. </li><li> Um jegliche Luft in den Spender zu entfernen, sie in aufrechter Position zu halten und schnell drücken Sie den Griff einmal eine kleine Menge des BSA mit dem Glutaraldehyd gemischt zu lösen. Bringen Sie dann schnell die Edelstahl Y Form des Luer-Lock-Anschluss an der Spitze der Spritze. </li><li> Halten Sie die Edelstahl Y Form mit der linken Hand und der BSA-Glutaraldehyd Mischung Spender auf der rechten Seite. Alternative abdecken jeweils links und rechts der Abgasabflusskanäle durch das Abgas zu den Seiten des Autoklaven Beutel drücken, um sicherzustellen, dass die im Inneren Hohlräume mit der Lösung gefüllt sind. Dann legen die Formen horizontal und wieder injizieren. </li><li> Nehmen Sie die Formen von Spender und in eine 25 mm Petrischale. </li><li> Platzieren Parafilm um die Petrischale Dehydratisierung des Gummis zu verhindern. </li><li> Legen Sie die Form in der 4 ° C Kühlschrank O / N. </li></ol></li></ol> Hinweis: Das Kollagen sollte während des Verfahrens zu jeder Zeit auf Eis gehalten werden. <ol><li> Ändern Sie die Kollagen-Konzentration den Prozentsatz der Kollagenfeststoffe verwendet wird. <ol><li> Machen Sie 10 ml 1,75% Kollagen durch die Anfangskollagenkonzentration mit kaltem Wasser eingestellt wird. </li><li> Mit einem kalibrierten pH-Meter, den pH-Wert auf 3 unter Verwendung von 12 N Salzsäure. Setzen Sie die Salzsäure nicht direkt in den das Kollagen um die Säure zu der Seite der Röhre hinzu. Nach Hinzufügen der Säure, verwenden Sie den Spatel die Säure in die Kollagen zu schieben und rühren Sie schnell die Mischung. </li><li> Man wiegt 4 g von Kollagen in einem separaten konischen Rohr. </li><li> Zentrifugieren Sie die Kollagen-Luft bei 4 ° C und 9343 × g für 20 bis 30 min zu entfernen. </li><li> UV-Sterilisation für 30 Minuten der Zellkultur Kapuze, und 14 ul von Laminin auf die 4 ml Kollagen hinzuzufügen. Dies wird in einem letzten Laminin Konzentration von 10 ug / ul führen. Hinweis: Laminin bietet structural Integrität, Haftung und fördert verschiedene zelluläre Antworten. </li><li> Schalten Sie die PCR-UV-Licht auf für 20-30 Minuten vor der Verwendung der Haube für die Sterilisation. </li><li> Setzen Sie den Luer-Lock-Kappe, mit einem 20-ml-Spritze zu befestigen, in Ethanol für 2 Stunden. Dann lassen Sie es sie im UV-Licht, um zu trocknen und legen. </li><li> Gamma bestrahlt das Kollagen für 8,6 min 1.200 cGy zu erreichen. Hinweis: Die Zeit auf den Zerfall des Cäsiumquelle abhängt. Stellen Sie die Zeit, um die gleiche Dosierung zu erreichen. </li></ol></li></ol> 6.Casting Collagen auf BSA Gummi <ol><li> Um das Kollagen polymerisieren, verwenden Sie einen 8: 1: 1-Verhältnis (Kollagen: HEPES: MEM). Das folgende Verfahren basiert auf einer anfänglichen 4 g Kollagen angesäuert (aus Schritt 5.1.8). <ol><li> Machen Sie eine 0,2 N HEPES-Lösung in Wasser, und der pH-Wert auf 9 durch Zugabe geringer Mengen (1-5 ul) von 1-5 M Natriumhydroxid (NaOH) -Lösung. Verwendung eines kalibrierten pH-Meters, überwachen den pH der Lösung nach jeder Zugabe. Lagerung bei 4 ° C oder keep auf Eis. </li><li> Schalten Sie das UV-Licht der Gewebekulturhaube für 20-30 min die Haube zu sterilisieren. </li><li> Autoklav Pinzetten, Spatel und Skalpell für die Sterilisation. </li><li> Mischen 1,5 ml 0,2 N HEPES (pH 9) und 1,5 ml 10x MEM Verwendung der Gewebekulturhaube. Achten Sie darauf, es zu halten, auf Eis und Wirbel es für 5 Sekunden vor der Verwendung. Lagerung bei 4 ° C oder auf Eis halten. </li><li> Um die PCR-Haube sterilisieren, schalten Sie die UV-Licht für 30 Minuten. </li><li> Legen Sie eine 12-Well-Platte und eine 20-ml-Spritze in -20 ° C für 10 Minuten, oder bis sie bereit, um fortzufahren. Hinweis: Bewahren Sie alle Materialien Kälte bis zum Gebrauch. Die Temperaturerhöhung bewirkt eine vorzeitige Kollagen Fibrillogenese. </li><li> Spray alle Rohre und Wellplatten, die in der Haube mit 70% Ethanol sein werden und lassen Sie sie zur Sterilisation trocken. Legen Sie eine 20-ml-Spritze auf Eis für eine spätere Verwendung zu kühlen. </li><li> In der PCR-Haube, öffnen Sie die Formen aus rostfreiem Stahl, die BSA-Kautschuk zu lösen und mit einem Skalpell, schneiden Sie die Abgaskanäle des BSA rubber Form. </li><li> Im Rahmen der PCR-Haube, öffnen Sie die sterile Kollagenröhren und 1 ml des HEPES-MEM-Lösung (darauf achten, dass vor dem HEPES-MEM-Lösung zu extrahieren, dass alles gut vermischt ist und es gibt keine festen Ablagerungen). </li><li> Mit dem sterilen Spatel gründlich gemischt, um das Kollagen und Pufferlösung. </li><li> Schließen und Wirbel es schnell eine gut gemischte Hydrogel zu gewährleisten. </li><li> Transfer zu einem Kalt 20-ml-Spritze. </li><li> Mit einer Hand halten Sie die BSA Gummi im Inneren des Brunnens und die andere verwenden, verzichten Hälfte des Kollagen-Hydrogel-Lösung auf den Boden des Bohrlochs. </li><li> Mit den sterilen Pinzette, sicherzustellen, dass die Gummi-und Abfluss Enden an den Seiten des Bohrlochs berühren. </li><li> Gießen Kollagenlösung auf der Gummi bis vollständig bedeckt. </li><li> Sicherzustellen, dass die Gummi BSA im Kollagen suspendiert wird und dass es keine Blasen, insbesondere nahe den Enden des Kautschuks. </li><li> Legen Sie die Abdeckung und wickeln Parafilm rund um dasUmfang des Brunnens. </li><li> bei 37 ° C für 1 Stunde in den Brutschrank gestellt. Halten Sie die PCR-UV-Licht auf. </li></ol></li><li> Nach der Polymerisation des Kollagens, vernetzen UV das Hydrogel über die folgende Prozedur. Hinweis: Die Vernetzung des Kollagens wird eine UV-Vernetzer Vorrichtung getan werden, bei dem die Energiemenge gesteuert werden kann. <ol><li> Schalten Sie die UV-Vernetzer und nutzen die Energie Einstellung der leeren Kammer zur Bestrahlung mit 630.000 &amp; mgr; J / cm 2. </li><li> Entfernen Sie die Gele aus dem Inkubator. </li><li> Spray Hände mit Ethanol, und, im Inneren der Kammer, entfernen Sie den Deckel so schnell wie möglich. </li><li> Schließen der Kammer und UV Vernetzung der Hydrogele durch die Energieeinstellung auszuwählen und Bestrahlen 630.000 &amp; mgr; J / cm 2. </li><li> Nach der Vernetzung Zyklus, schalten Sie das UV-Licht auf die PCR-Haube aus </li><li> Spray Hände mit Ethanol und die Kammer öffnen, den Deckel rasch wieder auf die Well-Platte legen. Bewegen Sie den Well-Plattezu dem PCR-Haube. </li><li> Mit dem sterilen Spatel vorsichtig lockern und das Gel aus dem Bohrloch zu entfernen. Drehen Sie die Gele unter der Haube die Unterseite des Hydrogels zu vernetzen. Wiederholen Sie Schritt 6.2.3 und 6.2.4. </li></ol></li></ol> 7. Enzym Verdauung der BSA-Gummi <ol><li> Um einen hohlen Kollagengerüst zu haben, entfernen BSA Gummi in einer Weise, die nicht die Dimensionen im Hydrogel eingebettet auswirkt. Das Verfahren wird nachfolgend beschrieben. <ol><li> Schalten Sie die UV-Licht für 20-30 Minuten die Gewebekultur Haube zu sterilisieren. </li><li> Machen 0,25% Trypsin-Lösung pH 7,8. Beispielsweise ist für 15 ml Wasser, hinzu 0,0376 g Trypsin in einem 50 ml konischen Röhrchen. Den pH-Wert auf 7,8 durch Zugabe geringer Mengen (2-5 &amp; mgr; l) mit 1 M NaCl. Legen Sie die Lösung in einem 20-ml-Spritze und verschlossen mit einem 0,20 um Spritzenfilter. Drücken Sie den Kolben Flüssigkeit durch den Filter zu vertreiben und die sterile Lösung in ein neues Röhrchen sammeln. </li><li> Schalten Sie das Wasserbad und die Temperatur auf 30° C. </li><li> Nach 30 Minuten, schalten Sie die UV-Licht aus. Spray Ethanol auf alle Rohre und Materialien, die in der Haube verwendet wird. </li><li> Übertragen Sie die Kollagen-Hydrogel unter der Haube und in getrennten konischen Röhrchen. </li><li> Hinzufügen etwa 3-5 ml (gerade genug, um die Gele zu bedecken) von 0,25% Trypsin-Lösung mit einem pH von 7,8 zu jedem Röhrchen. </li><li> Verschließen Sie die Röhrchen mit Parafilm und Wirbel leicht für ca. 1 min. </li><li> Platz in der 30 ° C warmen Wasserbad für 15-24 Std. Während im Wasserbad, Strudel leicht die Gele häufig, bis der BSA-Kautschuk aus dem Hydrogel verdaut oder entfernt worden ist. Hinweis: Um zu bestimmen, ob die BSA Gummi entfernt wurde, entweder der Kautschuk in der Trypsinlösung schwimmt oder es gibt gebrochenen Stücke. Es darf keine visuellen dunkle Bereiche innerhalb des Hydrogels sein. </li></ol></li><li> Um sicherzustellen, dass alle BSA Gummi und Trypsin wurde von den Hydrogelen entfernt worden ist, spülen sie wie unten beschrieben. <ol><li> Schalten Sie den PCR-hood UV-Licht für 20-30 min. </li><li> Bereiten Mosconas Lösung. Kombinieren Kaliumchlorid (KCl, 28,6 mM), (NaHCO 3, 11,9 mM), Glucose (9,4 mM) und (NaH 2 PO 4, 0,08 mM) in Wasser. PH-Wert auf 7,4 mit 1 M NaOH oder 12 M HCl-Lösung. Platzieren der Lösung in einer 20 ml Spritze und mit einem Spritzenfilter von 0,20 &amp; mgr; m, um die Lösung zu sterilisieren. </li><li> Spray alles mit Ethanol, bevor sie auf der Motorhaube platziert und lassen Sie das Ethanol zu trocknen. </li><li> Öffne die Tube und übertragen 5-10 ml sterilem Mosconas Lösung auf ein neues 50 ml konischen Röhrchen. </li><li> Übertragen der Kollagen-Hydrogel zu dem konischen Rohr, das die Enzymlösung enthält. Stellen Sie sicher, dass das Hydrogel vollständig mit der Lösung bedeckt ist. Verlassen das Rohr in dem Schüttler im Kühlschrank bei 4 ° C für 30 min. </li><li> Saugen Sie das Mosconas Lösung und wiederholen Sie Schritt zweimal 7.2.5. </li><li> Lagerung bei 4 ° C. </li></ol></li></ol>

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S., Alvarez-Lorenzo, C., Martinez-Pacheco, R., Landin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-sensitive+gels+for+intratumoral+delivery+of+beta-lapachone:+effect+of+cyclodextrins+and+ethanol.">Temperature-sensitive gels for intratumoral delivery of beta-lapachone: effect of cyclodextrins and ethanol.</a> ScientificWorldJournal. 2012, 126723 (2012).</li><li>Basak, R., Bandyopadhyay, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encapsulation+of+hydrophobic+drugs+in+Pluronic+F127+micelles:+effects+of+drug+hydrophobicity,+solution+temperature,+and+pH.">Encapsulation of hydrophobic drugs in Pluronic F127 micelles: effects of drug hydrophobicity, solution temperature, and pH.</a> Langmuir. 29, 4350-4356 (2013).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Biofabrication ist ein sehr interdisziplinäres Feld, in dem Biologie und Konstruktionsprinzipien komplexen Materialien zu erzeugen, zusammenführen, die nativem Gewebe nachahmen. Um dies zu erreichen, besteht ein Bedarf, Techniken zu entwickeln, die die Information verwenden, um von in vivo Gewebe gesammelt und übersetzt es in ein in vitro-Gerüst. Auf diese Weise kann eine Plattform entwickelt werden, dass ähnelt die architektonischen, funktionalen und mechanischen Eigenschaften des in-vivo-Gew...

Im Engineering-Bereich Gewebe die Fähigkeit, Gewebegerüste herzustellen ist lebenswichtig. Ein geeignetes Gewebegerüst eine 3D-Struktur aufweist, wird aus biokompatiblen Materialien bestehen, und ahmt in vivo Gewebearchitektur Zell- und Gewebewachstum und Umbau zu erleichtern. Dieses Gerüst muß den Transport von Nährstoffen und die Entfernung von Abfällen 1-4 ermöglichen. Eines der Haupthindernisse für die Herstellung dieser Gerüste ist die Fähigkeit, bestimmte geometrische Merkmale in einem biokompatiblen Material zu rekapitulieren. Mehrere biofabrication Techniken, um die geometrischen Merkmale dieser Gerüste zur Steuerung gemeldet worden sind, werden Beispiele 5-8 Elektrospinnen, Lösungsmittelgießen 9, Stereolithographie 10 und 3D-Print 11, unter anderem. Diese Techniken fallen kurz in eine relativ einfache Übertragung von steuerbaren internen und externen architektonischen Besonderheiten bietet, sind teuer, zeichnen sich durch ihre Auflösung und Bedruckbarkeit begrenzt ( <em&gt; zB Düsenmesser, Material Einschränkung) oder erfordern post-Herstellungstechniken, die eine lange Zeit lebensfähig Gerüste 12 zu produzieren erfordert. In vielen kommerziellen Herstellungssysteme, die Schaffung von inneren Hohlräumen, Kanälen und Funktionen wird Sand oder anderen geeigneten abnehmbaren oder Opfermaterialien erreicht werden. Das Metall oder Kunststoffteil ist um die Sandform gebildet wird, und sobald es erstarrt ist, wird der Sand entfernt. In der gleichen Art und Weise, die nächste Generation von Biomaterialien braucht die BioSand gleichwertig. Daher wurde die BSA-Kautschuk als Ersatz für BioSand entwickelt. Die BSA-Kautschuk ist ein neu formulierten Material, das mit Glutaraldehyd vernetzt Rinderserumalbumin besteht. Das ultimative Ziel ist spezifisch architektonischen Besonderheiten in einem biologisch abbaubaren Kollagengerüst zu erstellen. Die Eigenschaften des Opfer biorubber, die mit der Form des ursprünglichen Gewebes Dimensionstreue hält beschrieben. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Mehrere Kombinationen von BSA und Glutaraldehyd-Konzentrationen wurden unter Verwendung einer Vielzahl von Lösungsmitteln getestet. Dieses Material wurde durch die Reaktion zwischen BSA und Glutaraldehyd hergestellt. BSA-Kautschuk kann in die Reaktions komplizierten Geometrien der Formen Gewebe injiziert werden. Vernetzte BSA Trypsin labil und leicht durch das Enzym bei mildem pH und Temperaturbedingungen verdaut. Umgekehrt ich intakte Kollagen Typ ist sehr resistent gegen Trypsin Verdauung. Diese Funktionen werden aktiviert, um wahlweise die BSA Gummi entfernen Sie das Kollagen zu hinterlassen. In der vorliegenden Arbeit bestand darin, die optimalen Parameter zu bestimmen, benötigt eine labile Form zu erhalten, die spezifischen architektonischen Besonderheiten zu einem biokompatiblen Gerüst liefern kann. Die spezifischen Funktionen, die ausgewertet wurden eingeschlossen Mischbarkeit, Enzymverdauung, tragfähig und Fähigkeit Reaktion in eine Negativform eingespritzt werden. Die Kombination von 30% BSA und 3% Glutaraldehyd erfüllt diese Anforderungen. Dieses Protokoll stellt die necessary Richtlinien diese dreidimensionale Gerüste zu schaffen. Der Prototyp besteht aus einem Kollagengerüst, die mit einem Zulauf und zwei Ablaufkanal mit einem Durchmesser von 4- und 3-mm jeweils eine verzweigte Architektur darstellt. Dieses Verfahren hat das Potenzial, Makro- und Mikroumgebungen des Gewebes von Interesse nachahmen. Diese Technologie stellt eine lebensfähige Technik, um eine spezifische geometrische lehrreich zu einem biologisch abbaubaren Material in einer relativ einfach und zeitgerecht mit hoher Wiedergabetreue zu liefern, die abgestimmt werden kann, die in vivo Gewebeelastizität und andere Eigenschaften des Gewebes von Interesse nachahmen.

<table><tbody><tr><td>Collagen type I</td><td></td><td></td><td>Collagen extracted from calf hide</td></tr><tr><td>Hydrocloric Acid (HCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7647-01-0</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffer Solution (PBS Tablets)</td><td>MP Biomedical</td><td>U5378</td><td>1 tablet per 100 ml makes 1x PBS</td></tr><tr><td>Albumium from bovine serum (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9647</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde</td><td>Sigma -Aldrich</td><td>G5882</td><td>Toxic</td></tr><tr><td>Lard</td><td>Fields</td><td>3090</td><td></td></tr><tr><td>Stainless Steel Molds</td><td></td><td></td><td>Milled using Microlution Machine</td></tr><tr><td>Air Brush Kit</td><td>Central Pneumatic</td><td>47791</td><td></td></tr><tr><td>Mixing Tip for double syringe</td><td>Medmix</td><td>ML2.5-16-LLM</td><td>Mixer, DN2,5X16, 4:1 brown, med</td></tr><tr><td>Small O ring for double syringe</td><td>Medmix</td><td>PPB-X05-04-02SM</td><td>Piston B, 5 ml, 4:1, PE natural</td></tr><tr><td>Double Syringe cap&amp;nbsp;</td><td>Medmix</td><td>VLX002-SM</td><td>Cap, 4:1/10:1, PE brown, med</td></tr><tr><td>Big O ring for double syringe</td><td>Medmix</td><td>PPA-X05-04-02SM</td><td>Piston A, 5 ml, 4:1</td></tr><tr><td>Double Syringe</td><td>Medmix</td><td>SDL X05-04-50M</td><td>Double syringe, 5 ml, 4:1</td></tr><tr><td>Double Syringe Dispenser</td><td>Medmix</td><td>DL05-0400M</td><td>Dispenser, 5 ml, 4:1, med , plain</td></tr><tr><td>Laminim</td><td></td><td></td><td>3.6 mg/ml - extracted USC lab</td></tr><tr><td>20 ml Syringe Luer Lock Tip</td><td>BD</td><td>302830</td><td></td></tr><tr><td>Luer Lock Caps</td><td>Fisher</td><td>JGTCBLLX</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma -Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>Gibco Minimum Essential Media 10x (MEM)</td><td>Life Technologies</td><td>1143-030</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Life Technologies</td><td>27250-018</td><td></td></tr><tr><td>UV Crosslinker&amp;nbsp;</td><td>Spectroline UV</td><td>XLE1000</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Cloride (NaCl)</td><td>Fisher</td><td>S271-10</td><td>To prepare Mosconas</td></tr><tr><td>Potassium chloride (KCl)</td><td>Sigma -Aldrich</td><td>P5405-250</td><td>To prepare Mosconas</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate (NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;)</td><td>Fisher</td><td>BP328-500</td><td>To prepare Mosconas</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma -Aldrich</td><td>G-8270</td><td>To prepare Mosconas</td></tr><tr><td>Sodium Phosphate didasic (NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-7907</td><td>To prepare Mosconas</td></tr><tr><td>Sterile Filter for syringes</td><td>Corning</td><td>431224</td><td></td></tr></tbody></table>

three-dimensional biomimetic technology: novel biorubber creates defined micro- and macro-scale architectures in collagen hydrogels

Gewebegerüste spielen eine entscheidende Rolle bei der Geweberegeneration Prozess. Das ideale Gerüst müssen mehrere Anforderungen erfüllen, wie beispielsweise mit richtigen Zusammensetzung, gezielte Modul und gut definierten architektonischen Besonderheiten. Biomaterials, dass die intrinsische Architektur der in vivo Gewebe sind von entscheidender Bedeutung für die Untersuchung Erkrankungen sowie zur Erleichterung der Regeneration von verloren und fehlerhafte Weichgewebe rekapitulieren. Eine neuartige biofabrication Technik entwickelt, die Stand der Technik Bildgebung kombiniert, dreidimensionale (3D) Drucken und selektive enzymatische Aktivität eine neue Generation von Biomaterialien für die Forschung und klinische Anwendung zu erstellen. Das entwickelte Material, Rinderserumalbumin Gummi, ist die Reaktion in eine Form gespritzt, die bestimmte geometrische Merkmale bestätigt. Das Opfermaterial ermöglicht die ausreichende Übertragung von architektonischen Besonderheiten zu einem natürlichen Gerüstmaterial. Der Prototyp besteht aus einem 3D-Kollagen-Gerüst mit 4 und 3 mm Kanäle, die reprESENT eine verzweigte Architektur. Das Papier betont die Verwendung dieser biofabrication Technik für die Erzeugung von natürlichen Konstrukten. Dieses Protokoll nutzt eine computergestützte Software (CAD) eine feste Form zu fertigen, die Reaktion mit BSA Gummi, gefolgt von der enzymatischen Abbau des Kautschuks, so dass seine architektonischen Besonderheiten innerhalb der Gerüstmaterial eingespritzt wird.

Die Ergebnisse zeigen, dass diese Technik in biofabrication Erzeugung 3D-Gerüste effizient ist, die die räumliche Anordnung in in vivo Gewebe gesehen nachahmen kann. Die architektonischen Merkmale sind Vitalparameter für das Tissue Engineering Anwendung, eine entscheidende Rolle bei der In-vivo-Zell-Interaktion und Funktionalität des Gewebes zu spielen. Die Konsistenz und Mischbarkeit des BSA-Kautschuk wa...

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Three-dimensional Biomimetic Technology: Novel Biorubber Creates Defined Micro- and Macro-scale Architectures in Collagen Hydrogels

An innovative biofabrication technique was developed to engineer three-dimensional constructs that resemble the architectural features, components, and mechanical properties of in vivo tissue. This technique features a newly developed sacrificial material, BSA rubber, which transfers detailed spatial features, reproducing the in vivo architectures of a wide variety of tissues.

Dreidimensionale Biomimetic Technologie: Neuartige Biorubber Erzeugt definierte Mikro- und Makro-Skala Architekturen in Collagen Hydrogele

Tissue scaffolds play a crucial role in the tissue regeneration process. The ideal scaffold must fulfill several requirements such as having proper ...

three-dimensional-biomimetic-technology-novel-biorubber-creates

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.1K Aufrufe.  Medical University of South Carolina. An innovative biofabrication technique was developed to engineer three-dimensional constructs that resemble the architectural features, components, and mechanical properties of in vivo tissue. This technique features a newly developed sacrificial material, BSA rubber, which transfers detailed spatial features, reproducing the in vivo architectures of a wide variety of tissues.

Serie: Three-dimensional Biomimetic Technology: Novel Biorubber Creates Defined Micro- and Macro-scale Architectures in Collagen Hydrogels

Printing Thermoresponsive Reverse Molds for the Creation of Patterned Two-component Hydrogels for 3D Cell Culture

Bioprinting is an emerging technology that has its origins in the rapid prototyping industry. The different printing processes can be divided into contact bioprinting1-4 (extrusion, dip pen and soft lithography), contactless bioprinting5-7 (laser forward transfer, ink-jet deposition) and laser based techniques such as two photon photopolymerization8. It can be used for many applications such as tissue engineering9-13, biosensor microfabrication14-16 and as a tool to answer basic biological questions such as influences of co-culturing of different cell types17. Unlike common photolithographic or soft-lithographic methods, extrusion bioprinting has the advantage that it does not require a separate mask or stamp. Using CAD software, the design of the structure can quickly be changed and adjusted according to the requirements of the operator. This makes bioprinting more flexible than lithography-based approaches.
Here we demonstrate the printing of a sacrificial mold to create a multi-material 3D structure using an array of pillars within a hydrogel as an example. These pillars could represent hollow structures for a vascular network or the tubes within a nerve guide conduit. The material chosen for the sacrificial mold was poloxamer 407, a thermoresponsive polymer with excellent printing properties which is liquid at 4 &deg;C and a solid above its gelation temperature ~20 &deg;C for 24.5% w/v solutions18. This property allows the poloxamer-based sacrificial mold to be eluted on demand and has advantages over the slow dissolution of a solid material especially for narrow geometries. Poloxamer was printed on microscope glass slides to create the sacrificial mold. Agarose was pipetted into the mold and cooled until gelation. After elution of the poloxamer in ice cold water, the voids in the agarose mold were filled with alginate methacrylate spiked with FITC labeled fibrinogen. The filled voids were then cross-linked with UV and the construct was imaged with an epi-fluorescence microscope.

A bioprinter was used to create patterned hydrogels based on a sacrificial mold. The poloxamer mold was backfilled with a second hydrogel and then eluted, leaving voids which were filled with a third hydrogel. This method uses fast elution and good printability of poloxamer to generate complex architectures from biopolymers.

Drucken Thermoresponsive Reverse-Formen für die Erstellung von Gemusterte Zweikomponenten-Hydrogele für 3D Zellkultur

Bioprinting is an emerging technology that has its origins in the rapid prototyping industry. The different printing processes can be divided into contact ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Three-Dimensional In Vitro Biomimetic Model of Neuroblastoma Using Collagen-Based Scaffolds

Neuroblastoma is the most common extracranial solid tumor in children, accounting for 15% of overall pediatric cancer deaths. The native tumor tissue is a complex three-dimensional (3D) microenvironment involving layers of cancerous and non-cancerous cells surrounded by an extracellular matrix (ECM). The ECM provides physical and biological support and contributes to disease progression, patient prognosis, and therapeutic response.
This paper describes a protocol for assembling a 3D scaffold-based system to mimic the neuroblastoma microenvironment using neuroblastoma cell lines and collagen-based scaffolds. The scaffolds are supplemented with either nanohydroxyapatite (nHA) or glycosaminoglycans (GAGs), naturally found at high concentrations in the bone and bone marrow, the most common metastatic sites of neuroblastoma. The 3D porous structure of these scaffolds allows neuroblastoma cell attachment, proliferation and migration, and the formation of cell clusters. In this 3D matrix, the cell response to therapeutics is more reflective of the in vivo situation.
The scaffold-based culture system can maintain higher cell densities than conventional two-dimensional (2D) cell culture. Therefore, optimization protocols for initial seeding cell numbers are dependent on the desired experimental timeframes. The model is monitored by assessing cell growth via DNA quantification, cell viability via metabolic assays, and cell distribution within the scaffolds via histological staining.
This model&#39;s applications include the assessment of gene and protein expression profiles as well as cytotoxicity testing using conventional drugs and miRNAs. The 3D culture system allows for the precise manipulation of cell and ECM components, creating an environment more physiologically similar to native tumor tissue. Therefore, this 3D in vitro model will advance the understanding of the disease pathogenesis and improve the correlation between results obtained in vitro, in vivo in&#160;animal models, and human subjects.

Three-Dimensional In Vitro Biomimetic Model of Neuroblastoma Using Collagen-Based Scaffolds

This paper lists the steps required to seed neuroblastoma cell lines on previously described three-dimensional collagen-based scaffolds, maintain cell growth for a predetermined timeframe, and retrieve scaffolds for several cell growth and cell behavior analyses and downstream applications, adaptable to satisfy a range of experimental aims.

Dreidimensionales biomimetisches In-vitro-Modell des Neuroblastoms unter Verwendung von kollagenbasierten Gerüsten

Neuroblastoma is the most common extracranial solid tumor in children, accounting for 15% of overall pediatric cancer deaths. The native tumor tissue is a ...

Krebsforschung

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

Engineering 3D cellularized Kollagengele für Gefäßgeweberegeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Biotechnik

Viability of Bioprinted Cellular Constructs Using a Three Dispenser Cartesian Printer

Tissue engineering has centralized its focus on the construction of replacements for non-functional or damaged tissue. The utilization of three-dimensional bioprinting in tissue engineering has generated new methods for the printing of cells and matrix to fabricate biomimetic tissue constructs. The solid freeform fabrication (SFF) method developed for three-dimensional bioprinting uses an additive manufacturing approach by depositing droplets of cells and hydrogels in a layer-by-layer fashion. Bioprinting fabrication is dependent on the specific placement of biological materials into three-dimensional architectures, and the printed constructs should closely mimic the complex organization of cells and extracellular matrices in native tissue. This paper highlights the use of the Palmetto Printer, a Cartesian bioprinter, as well as the process of producing spatially organized, viable constructs while simultaneously allowing control of environmental factors. This methodology utilizes computer-aided design and computer-aided manufacturing to produce these specific and complex geometries. Finally, this approach allows for the reproducible production of fabricated constructs optimized by controllable printing parameters.

A Cartesian bioprinter was designed and fabricated to allow multi-material deposition in precise, reproducible geometries, while also allowing control of environmental factors. Utilizing the three-dimensional bioprinter, complex and viable constructs may be printed and easily reproduced.

Lebensfähigkeit Bioprinted Cellular Konstrukte unter Verwendung einer Drei Dispenser kartesischen Drucker

Tissue engineering has centralized its focus on the construction of replacements for non-functional or damaged tissue. The utilization of ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

Herstellung von 3D-Kollagen-Gel und Mikrokanäle für das Studium der 3D-Interaktionen<em&gt; In Vivo</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

Weiterentwicklung des 3D-Bioprintings mit κ-Carrageen-Submikrogel-Medium

Embedded Bioprinting of Tissue-like Structures Using &#954;-Carrageenan Sub-Microgel Medium

Embedded three-dimensional (3D) bioprinting utilizing a granular hydrogel supporting bath has emerged as a critical technique for creating biomimetic scaffolds. However, engineering a suitable gel suspension medium that balances precise bioink deposition with cell viability and function presents multiple challenges, particularly in achieving the desired viscoelastic properties. Here, a novel &#954;-carrageenan gel supporting bath is fabricated through an easy-to-operate mechanical grinding process, producing homogeneous sub-microscale particles. These sub-microgels exhibit typical Bingham flow behavior with small yield stress and rapid shear-thinning properties, which facilitate the smooth deposition of bioinks. Moreover, the reversible gel-sol transition and self-healing capabilities of the &#954;-carrageenan microgel network ensure the structural integrity of printed constructs, enabling the creation of complex, multi-layered tissue structures with defined architectural features. Post-printing, the &#954;-carrageenan sub-microgels can be easily removed by a simple phosphate-buffered saline wash. Further bioprinting with cell-laden bioinks demonstrates that cells within the biomimetic constructs have a high viability of 92% and quickly extend pseudopodia, as well as maintain robust proliferation, indicating the potential of this bioprinting strategy for tissue and organ fabrication. In summary, this novel &#954;-carrageenan sub-microgel medium emerges as a promising avenue for embedded bioprinting of exceptional quality, bearing profound implications for the in vitro development of engineered tissues and organs.

Autor im Rampenlicht: Entwicklung von homogenen κ-Carrageen-Sub-Mikrogel-Bädern für hochauflösendes 3D-Bioprinting

This study introduces a novel &#954;-carrageenan sub-microgel suspension bath, displaying remarkable reversible jamming-unjamming transition properties. These attributes contribute to the construction of biomimetic tissues and organs in embedded 3D bioprinting. The successful printing of heart/esophageal-like tissues with high resolution and cell growth demonstrates high-quality bioprinting and tissue engineering applications.

Eingebettetes Bioprinting von gewebeähnlichen Strukturen mit κ-Carrageen-Submikrogel-Medium

Embedded three-dimensional (3D) bioprinting utilizing a granular hydrogel supporting bath has emerged as a critical technique for creating biomimetic ...

Ingenieurwesen

Bioprintable Alginate/Gelatin Hydrogel 3D In Vitro Model Systems Induce Cell Spheroid Formation

The cellular, biochemical, and biophysical heterogeneity of the native tumor microenvironment is not recapitulated by growing immortalized cancer cell lines using conventional two-dimensional (2D) cell culture. These challenges can be overcome by using bioprinting techniques to build heterogeneous three-dimensional (3D) tumor models whereby different types of cells are embedded. Alginate and gelatin are two of the most common biomaterials employed in bioprinting due to their biocompatibility, biomimicry, and mechanical properties. By combining the two polymers, we achieved a bioprintable composite hydrogel with similarities to the microscopic architecture of a native tumor stroma. We studied the printability of the composite hydrogel via rheology and obtained the optimal printing window. Breast cancer cells and fibroblasts were embedded in the hydrogels and printed to form a 3D model mimicking the in vivo microenvironment. The bioprinted heterogeneous model achieves a high viability for long-term cell culture (&#62; 30 days) and promotes the self-assembly of breast cancer cells into multicellular tumor spheroids (MCTS). We observed the migration and interaction of the cancer-associated fibroblast cells (CAFs) with the MCTS in this model. By using bioprinted cell culture platforms as co-culture systems, it offers a unique tool to study the dependence of tumorigenesis on the stroma composition. This technique features a high-throughput, low cost, and high reproducibility, and it can also provide an alternative model to conventional cell monolayer cultures and animal tumor models to study cancer biology.

Bioprintable Alginate/Gelatin Hydrogel 3D In Vitro Model Systems Induce Cell Spheroid Formation

We developed a heterogeneous breast cancer model consisting of immortalized tumor and fibroblast cells embedded in a bioprintable alginate/gelatin bioink. The model recapitulates the in vivo tumor microenvironment and facilitates the formation of multicellular tumor spheroids, yielding insight into the mechanisms driving tumorigenesis.

Bioprintable Alginat/Gelatine Hydrogel 3D In-vitro- Modellsysteme induzieren Sphäroid Zellbildung

The cellular, biochemical, and biophysical heterogeneity of the native tumor microenvironment is not recapitulated by growing immortalized cancer cell ...

Protocols of 3D Bioprinting of Gelatin Methacryloyl Hydrogel Based Bioinks

Gelatin methacryloyl (GelMA) has become a popular biomaterial in the field of bioprinting. The derivation of this material is gelatin, which is hydrolyzed from mammal collagen. Thus, the arginine-glycine-aspartic acid (RGD) sequences and target motifs of matrix metalloproteinase (MMP) remain on the molecular chains, which help achieve cell attachment and degradation. Furthermore, formation properties of GelMA are versatile. The methacrylamide groups allow a material to become rapidly crosslinked under light irradiation in the presence of a photoinitiator. Therefore, it makes great sense to establish suitable methods for synthesizing three-dimensional (3D) structures with this promising material. However, its low viscosity restricts GelMA's printability. Presented here are methods to carry out 3D bioprinting of GelMA hydrogels, namely the fabrication of GelMA microspheres, GelMA fibers, GelMA complex structures, and GelMA-based microfluidic chips. The resulting structures and biocompatibility of the materials as well as the printing methods are discussed. It is believed that this protocol may serve as a bridge between previously applied biomaterials and GelMA as well as contribute to the establishment of GelMA-based 3D architectures for biomedical applications.

Presented here is a method for the 3D bioprinting of gelatin methacryloyl.

Protokolle des 3D-Bioprintings von Gelatine Methacryloyl Hydrogel-basierten Bioinks

Gelatin methacryloyl (GelMA) has become a popular biomaterial in the field of bioprinting. The derivation of this material is gelatin, which is hydrolyzed ...

Dreidimensionale Biomimetic Technologie: Neuartige Biorubber Erzeugt definierte Mikro- und Makro-Skala Architekturen in Collagen Hydrogele

Zusammenfassung

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Dreidimensionales biomimetisches In-vitro-Modell des Neuroblastoms unter Verwendung von kollagenbasierten Gerüsten

Engineering 3D cellularized Kollagengele für Gefäßgeweberegeneration

Lebensfähigkeit Bioprinted Cellular Konstrukte unter Verwendung einer Drei Dispenser kartesischen Drucker

Herstellung von 3D-Kollagen-Gel und Mikrokanäle für das Studium der 3D-Interaktionen

Eingebettetes Bioprinting von gewebeähnlichen Strukturen mit κ-Carrageen-Submikrogel-Medium

Eingebettetes Bioprinting von gewebeähnlichen Strukturen mit κ-Carrageen-Submikrogel-Medium

Eingebettetes Bioprinting von gewebeähnlichen Strukturen mit κ-Carrageen-Submikrogel-Medium

Bioprintable Alginat/Gelatine Hydrogel 3D In-vitro- Modellsysteme induzieren Sphäroid Zellbildung

Protokolle des 3D-Bioprintings von Gelatine Methacryloyl Hydrogel-basierten Bioinks