Name: long-term catheterization of the intestinal lymph trunk and collection of lymph in neonatal pigs
Uploaded: 2016-03-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 25 s
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The work was supported in part by funding from Alberta Livestock and Meat Agency and Natural Science and Research Council Discovery grant to S. D. Proctor.

Alle Verfahren an Versuchstieren in beschrieben sowohl die Video- und Manuskripts wurden von der Institutional Animal Care und Use Committee genehmigt und anschließend die von der Canadian Council of Animal Care Richtlinien. 1. Chirurgische Anästhesie und OP-Vorbereitung der Neugeborenen-Schweine <ol><li> In einem separaten Vorraum, premedicate 25 kg Schweine in der Nähe der Basis des Halses mit einer intramuskulären Beruhigungsmittel-Anästhetika Cocktail mit: Azaperon (0,3 mg / kg), Ketamin-Hydrochlorid (10 mg / kg), Dexmedetomidin (15 ug / kg). Hinweis: In Buprenorphin (0,005 bis 0,02 mg / kg) in der Pre-Anästhetika Cocktail für eine verbesserte intraoperative Schmerzkontrolle. </li><li> Anesthetize die Schweine mit inhalativen Isofluran Inhalationsgas (4-5% Isofluran in 500 ml-1000 ml / min O 2) eine Gesichtsmaske. Visualisieren Sie die Stimmbänder ein veterinär laryngeal Umfang mit (17-25 cm langen, geraden Klinge) und gelten topische 10% Lidocain Spay zum StimmSchnüre. Lassen Sie den Lidocain-Spray die Stimmbänder 30-60 sec vor der Intubation zu kontaktieren die Möglichkeit der Stimmbandkrampf und Obstruktion der Atemwege zu reduzieren. </li><li> Intubate die Schweine durch einen Endotrachealtubus mit Manschette vorbei (5,0-7,0 mm Innendurchmesser (ID)) zwischen den Stimmbändern und Aufrechterhaltung der Narkose mit Isofluran - Gas (0,5-2,0% Isofluran bei 1.000-2.000 ml / min O 2) mit einem geschlossenen Schaltung Rückatmungsnarkosesystem in der gesamten Operation. Beurteilen Sie das Niveau der Anästhesie durch Kiefer Ton, und beide Pedal und der Augenlidreflexantworten. Abgelaufene Narkosegas wird ausgespült und außerhalb des Operationssaals entlüftet. </li><li> Reinigen der Außenfläche des Ohres mit 2,0% Chlorhexidin chirurgischen Scheuerlösung durch eine 70% Isopropylalkohol gespült. Mit einem 20 G intravenösen Katheter, katheterisieren eine Ohrvene intravenöse Flüssigkeiten zu liefern (Ringer-Laktat-Lösung; 5-10 ml / kg / h) während der Operation. Sicherung ein Pulsoximeter an die Schleimhautoberfläche der Zunge mit medische Bandherzfrequenz und die Sättigung des peripheren Blutsauerstoffsättigung (SpO 2) zu überwachen. </li><li> Setzen Sie den narkotisierten Schwein in einer dorsalen liegenden Position und rasieren die ventrale Abdomen ab Mitte der Thorax kaudal ventral des Schambeins. Reinigen Sie diesen Bereich mit zwei 2,0% Chlorhexidin OP-Bekleidungen und steriles Wasser wäscht abwechseln. </li><li> Übertragen Sie die narkotisierten Schwein auf den OP-Bereich und wenden Sie die letzte chirurgische scheuern von 70% Isopropylalkohol spülen, trocknen lassen und dann drapieren das Tier. </li><li> Legen Sie eine rektale Temperatursonde ca. 2-4 cm in das Rektum Körpertemperatur zu überwachen. Legen Sie die Schweine auf einem Wasserkreislauf Heizkissen auf normale Körpertemperatur (38-40 ° C) während eines chirurgischen Verfahrens aufrechtzuerhalten. </li><li> Drapieren Sie das Schwein mit vier Handtücher drapiert in einer darüber liegenden Quadranten Muster um den Bauch gelegt. Legen Sie die erste drapieren über xiphisternum, die zweite drapieren entlang lateralen Seite des Bauches etwa 5 cm lateral der Bauchmittellinie. Platzieren des dritten Abdecktuch über das Ileum crest des Beckens und der vierten Abdecktuch, wie der zweite Abdecktuch (obwohl auf der gegenüberliegenden Seite) entlang der lateralen Seite des Abdomens angeordnet ist, etwa 5 cm an der Bauchmittellinie lateral. </li><li> Platzieren Sie einen großen Tisch drapieren, mit einem Schlitz-Öffnung für den Zugang zu der Operationsstelle, über die zugrunde liegenden Handtuch drapiert und decken das Schwein und das gesamte OP-Tisch. Der letzte Vorhang ist ein Einweg-Steri-Drape über den großen Tisch drapieren gelegt. </li></ol> 2. Bauchchirurgie und Katheterisierung der intestinalen lymphatischen Trunk <ol><li> Machen Sie eine 20 cm Hautschnitt mit einem Skalpell die zugrunde liegenden Bauchmuskeln zu belichten. Inzision der Bauchmuskelschichten mit monopolar Elektrokoagulation (20 Watt Einstellung), um das Peritoneum parietale zu belichten. Öffnen Sie ein 20 cm lineares Segment Peritoneum parietale mit Metzenbaum Schere, um die Bauchorgane und Lymphgefäße zuzugreifen. </li><li&gt; Stellen Sie einen Retraktor an der Schädel Aspekt der chirurgischen Einschnitt in die Bauchhöhle für die Dauer der Operation offen zu halten. </li><li> Benetzen alle Gewebe mit warmem (37 ° C) sterile Kochsalzlösung für das gesamte chirurgische Verfahren. Heben Sie vorsichtig ein großes Segment des Darms einschließlich des Dickdarms, Blinddarm, Ileum und Jejunum aus der Bauchhöhle und exteriorisieren es an der linken Flanke des Schweins den Oberbauch, Leber und Lymphgefäße zuzugreifen. Sichern Sie den exteriorisiert Darm in Position mit zusätzlichen Handtuch drapiert eine Schlinge zu bilden, vorsichtig den Darm zu unterstützen. </li><li> Suchen Sie das Lymphgefäßsystem, legt es etwa 4 cm kranial-medial des rechten Nierenvene, 6 cm kaudal-medial- ventralen der Kava ​​- Vorarbeiter und unterhalb des viszeralen Aspekt der rechten Leberlappen in der Nähe der Bauchspeicheldrüse 22,36,37. Identifizieren Sie die Lymphgefäße als durchscheinend Struktur nebeneinander auf der rechten ventralen Segment der Pfortader 36,37. </li><li> Trennen Sie das lymphatische vessel aus den umliegenden Faszie durch sanft das beiliegende Gewebe mit Q-Tip Applikatoren Hänselei weg. Sobald die seitlichen Aspekte des Schiffes aus dem umgebenden Gewebe getrennt sind, erstellen Sie einen &quot;Tunnel&quot; Öffnung unterhalb des Behälters mit feinen stumpfen Pinzette gekippt. </li><li> Pass drei 2-0 Seidenfäden unterhalb der Lymphgefäße mit einer feinen Pinzette. Ligieren der kaudalste Naht zuerst zu verschließen, aufzuweiten und das Gefäß mit Lymphe füllen. verlassen gezielt die Enden dieses Fadens relativ lange (4 cm), um den Katheter an dem Lymphgefäß zu sichern. Platzieren beiden anderen Fäden 1,0 cm voneinander getrennt und sind ungefähr 1,0-1,5 cm kranial der gesicherten caudal Naht. Lassen Sie diese zwei Nähte mit einem &quot;einzigen lose Ligatur tie&quot; für eine schnellere Sicherung des Katheters in das Gefäß zu ermöglichen. Hinweis: Das Segment des Lymphgefäß die sich zwischen der am weitesten kaudal Ligieren Naht und Mittelnaht (der beiden Schädelnähte) die Stelle zur Katheterisierung ist. In Bezug suture Material kann 2-0 Polyglactin Naht für 2-0 Seidenfäden ersetzen, falls erforderlich. </li><li> Schneiden Sie ein kleines Loch in das Gefäß mit Iris Schere und das Gefäß mit feinen stumpfen Pinzette aufzuweiten. Legen Sie ca. 1,0-1,5 cm spezieller Katheterschlauch (4,06 Außendurchmesser (OD) X 2,31 mm ID) mit einem abgeschrägten Ende in das Gefäß und binden die beiden Schädelnähte, den Katheter an Ort und Stelle zu sichern. Verwenden Sie die langen Fadenenden der Schwanz Naht um den Katheter in das Gefäß zu sichern. </li><li> Waschen Sie die exteriorisiert Darm mit reichlich warmen Kochsalzlösung und vorsichtig in die Bauchhöhle zurückkehren korrekte anatomische Positionierung des Darms zu gewährleisten. </li><li> Exteriorize den Katheter an der linken Mitte Flanke (5-10 cm ventral von der Hungergrube). Machen Sie einen Hautschnitt mit einem Skalpell und passieren einen Trokar aus der Bauchhöhle an der Hautoberfläche eine Öffnung für den Exteriorisation des Katheters zu schaffen. Verwenden Sie eine große Kelly Zange den Katheter aus der Bauch cav zu exteriorisierenkeit durch den Trokar Öffnung. </li><li> Schließen Sie das Peritoneum parietale mit einem einfachen fortlaufenden Naht Muster von 2-0 Polyglactin Naht mit einem runden (verjüngte) Nadel. Schließen Sie die Bauchmuskelschichten mit einem einfachen Knopfnaht Muster mit einer 2-0 Polyglactin Naht auf einer runden Nadel. </li><li> Schließen Sie die Haut in einem subkutikuläre Muster mit 2-0 Polyglactin Naht auf einem Schneide Nadel. Sichern Sie den exteriorisierten Katheter an der Haut mit einer Tabaksbeutelnaht Muster und einer 2-0 Nylonnaht auf einem Schneide Nadel. </li><li> Legen Sie eine spezielle Jacke auf dem Schwein, während immer noch betäubt seine Platzierung zu erleichtern und zur Verringerung der Belastung des Schweins während der Genesung. </li></ol> 3. Post-chirurgische Wiederherstellung und Lymph-Sammlung <ol><li> Etwa 10 Minuten vor der Beendigung der Inhalationsanästhesie, verabreichen bupenorphine (0,1 mg / kg) intramuskulär sofort nach der Operation Analgesie zu liefern. Weiterhin bupenorphine (0,1 mg / kg) alle 12 h für 24-48 Stunden zu haltenpostoperative Analgesie. </li><li> Überwachen Sie die Schweine, die für postoperative Komplikationen alle 8-12 Stunden für einen Zeitraum von 7 Tagen. </li><li> Sammeln Sie die Lymphe in 500 ml-Polypropylen-Waschflaschen, beschichtet mit Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), und mit Antibiotika ergänzt; Penicillin (6.000 IE), Streptomycin (6 mg) und Amphotericin B (3 mg) alle 12 Stunden für einen Zeitraum von 7 Tagen. </li></ol> 4. Quantifizierung von Lipoprotein ApoB48, Triglyceride, Cholesterin und Gesamtprotein aus Lymph Gesammelte <ol><li> Zentrifugieren Sie die Lymphe Probe bei 1800 × g für 5 Minuten bei 4 ° C. Sammeln Sie den Überstand und es für die Quantifizierung von Triglycerid, Cholesterin und Gesamtprotein. </li><li> Teilen Sie den Überstand in drei Proben: eine unverdünnte Probe, eine Probe 1:20 verdünnt destilliertem Wasser und eine letzte Probe 1: 100 verdünnt mit destilliertem Wasser. </li><li> Verwenden Sie den unverdünnten Überstand Cholesterinspiegel zu messen, mit einem im Handel erhältlichen Kits. </li><li> Verwenden Sie den 01.20 und 01.100 verdünnten Proben jeweils Triglycerid- und Gesamtproteinspiegel mit einem handelsüblichen Kit und dem Bicinchoninsäure-Gesamtprotein-Assay zu messen. </li></ol> 5. Quantifizierung von Lipoprotein ApoB48, Collected von Lymph 38 <ol><li> Bestimmen Sie die Konzentration von Lipoprotein ApoB48 mit einer angepassten Immun Western Blotting Verfahren 38. Separate Gesamt Lymphe mit 3-8% Tris-Acetat- Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (SDS-PAGE). </li><li> Übertragung der aufgetrennten Proteine ​​auf eine Polyvinylidenfluorid-Membran (0,45 um) und inkubieren sie mit einem polyklonalen Ziegen-Antikörper gegen ApoB (1: 4000), dann binden sie mit einem anti-Ziege sekundärem Antikörper. </li><li> Quantifizieren der Lipoprotein ApoB48 mit Chemilumineszenz einen linearen densitometrische Vergleich mit gereinigtem Nagetier ApoB48 Protein-Standard. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Darmlymphe Sammeln ist eine ausgezeichnete Methode Mechanismen der Lipid beteiligt zu untersuchen , 8-12 und 13-15 Droge Stoffwechsel, Krebsmetastasen 16,17, Zellhandel und Immunfunktion 18-26, in verschiedenen experimentellen Tiermodellen. Tatsächlich hat die Fähigkeit , große Mengen zu ernten entweder peripher (zuführenden) und Zentral (abführenden und großen Kofferraum Gefäße) Lymphe über einen längeren Zeitraum war besonders wichtig für zeitliche Veränderungen ...

Das lymphatische System ist ein wenig erforschten Gebiet der Physiologie. Präklinische Modelle von Lymph - Katheterisierung treten bei verschiedenen Tierarten 1-8 und werden von der pharmazeutischen Industrie und Forschungseinrichtungen verwendet , um Mechanismen der Lipid beteiligt untersuchen 8-12 und Arzneimittelmetabolismus 13-15, Krebsmetastasen 16 mit experimentellen Behandlung 17 und Immunfunktion 18 -26. Diese Studie untersucht die Verwendung von Darmlymphe Stamm Katheterisierung in einem Hausschwein Modellkomponenten von Lipoproteinstoffwechsel zu messen. Lipoprotein-Metabolismus in der Produktion und Sekretion von Chylomikronen, sowie Änderungen in assoziierten Lipiden und Gesamtprotein beteiligt. Dies sind wichtige Überlegungen gibt es große Unterschiede in den Lipidstoffwechsel zwischen häufig verwendeten Tiermodellen und Menschen und als solche Schweinemodelle unter Verwendung von Darmlymphe sammeln konnten vergleichbare Informationen zur Verfügung stellen für die Untersuchung Lipid michwechsel in Menschen 27-31. Einen Schädelschulteransatz (dh Ductus Katheterisierung) 5, einen seitlichen oberen Flanke Ansatz 32-34 und einen ventralen Mittellinie oder para Ansatz 22,35: Mehrere chirurgische Techniken , um die Darmlymphe in großen Tierarten zu sammeln verwendet. Dieses Video beschreibt ausführlich den chirurgischen Eingriff bei Schweinen einen ventralen Mittellinie chirurgischen Ansatz für die Katheterisierung der Darmlymphe-Trunk. Sorgfältige chirurgische Technik ermöglicht diese Methode der lymphatischen Katheterisierung große Mengen von Lymphe und seiner Bestandteile über längere Zeiträume zu sammeln. Diese Technik eröffnet eine Vielzahl von Anwendungen auf vielen Disziplinen verschiedene physiologische Funktionen untersuchen. Mögliche Anwendungen umfassen, sind aber nicht beschränkt auf, den ganzen Körper Lipoprotein und den Fettstoffwechsel, Immunüberwachung, Tumorentstehung und Metastasierung, Darmfunktion und die Entw begrenztent und Progression von Darmentzündungserkrankungen.

<table><tbody><tr><td>Miller laryngoscope blade</td><td>Welch Allyn</td><td>68044</td><td>182 mm length</td></tr><tr><td>Surgivet advisor: Vital signs monitor</td><td>Surgivet</td><td>V9203</td><td></td></tr><tr><td>Rectal temperature probe</td><td>Surgivet</td><td>V3417</td><td></td></tr><tr><td>Mono-polar electrosurgery generator</td><td>Valley Lab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metzenbaum scissors</td><td>Fine Science</td><td>14518-18</td><td></td></tr><tr><td>Tuffier retractor</td><td>Stevens</td><td>162-11-676</td><td></td></tr><tr><td>Mosquito forceps</td><td>Stevens</td><td>162-7-10</td><td></td></tr><tr><td>Kelly forceps-curved (14cm)</td><td>Stevens</td><td>162-7-38</td><td></td></tr><tr><td>Allis tissue forceps</td><td>Stevens</td><td>162-7-38</td><td></td></tr><tr><td>Forceps dressing-eye (10.2cm)</td><td>Stevens</td><td>162-18-780</td><td></td></tr><tr><td>Forceps dressing-Adison (12.1cm)</td><td>Stevens</td><td>162-17-2510</td><td></td></tr><tr><td>Needle Drivers</td><td>Stevens</td><td>162-V98-42</td><td></td></tr><tr><td>Iris scissors</td><td>Fine science</td><td>14058-11</td><td></td></tr><tr><td>Circulating water pump</td><td>Jorvet</td><td>J-783X</td><td></td></tr><tr><td>Maxitherm-Vinyl blanket</td><td>Jorvet</td><td>J-784C</td><td></td></tr><tr><td>Q tip applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-037-960</td><td></td></tr><tr><td>Catheterization&amp;nbsp; tubing (4.06 OD X 2.31 ID)</td><td>Braintree Scientific Inc.</td><td>MRE-160</td><td>Micro-Renethane implantation tubing</td></tr><tr><td>2-0 silk suture</td><td>Ethicon</td><td>LA556</td><td></td></tr><tr><td>2-0 polyglactin suture</td><td>Ethicon</td><td>J443H</td><td>2-0 vicryl</td></tr><tr><td>Large animal jacket</td><td>Lomir Biomedical Inc.</td><td>SSJ2YC</td><td></td></tr><tr><td>Polypropylene wash bottles</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-409-22C</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D4333</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>60-00-4</td><td></td></tr><tr><td>Amphotericin B</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A2411</td><td></td></tr><tr><td>Azaperone</td><td>Elanco Animal Health</td><td></td><td>Stresnil</td></tr><tr><td>Dexmedetomidine hydrochloride</td><td>Zoetis</td><td>6295</td><td>Dexdomitor</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbott Animal&amp;nbsp; Health</td><td>05260-5</td><td>IsoFlo</td></tr><tr><td>Ketamine hydrochloride</td><td>Zoetis</td><td>2626</td><td>Ketaset</td></tr><tr><td>Bupenorphine hydrochloride</td><td>Champion Alstoe Animal Health</td><td></td><td>DIN:02347510</td></tr><tr><td>6 mm Endotracheal tube</td><td>Jorvet</td><td>J-165d</td><td></td></tr><tr><td>10% Lidocaine spray</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td>DIN:02003767</td></tr><tr><td>4 % Chlorhexidine surgical scrub</td><td>Partnar Animal Health</td><td>PCH-011</td><td>Diluted: 2.0% solution</td></tr><tr><td>3M Surgical steri- drape</td><td>3M Health Care</td><td>1040</td><td></td></tr><tr><td>SDS page gel</td><td>Invitrogen</td><td>EA0375BOX</td><td>3-8 % tris acetate</td></tr><tr><td>Polyvinylidene fluoride membrane</td><td>Millipore</td><td>IPVH00010</td><td>0.45 &amp;mu;m pore size</td></tr><tr><td>ApoB antibody&amp;nbsp;</td><td>EMD Millipore</td><td>AB742</td><td>1:4000 dilution</td></tr><tr><td>Donkey anti-goat IgG-HRP</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>Sc-2304</td><td></td></tr><tr><td>ECL Prime Western Blotting Reagent</td><td>GE Healthcare LifeSciences</td><td>RPN2232&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Triglyceride Kit</td><td>Wako Pure Chemicals</td><td>998-40391/994-40491</td><td></td></tr><tr><td>Total Cholesterol Kit</td><td>Wako Pure Chemicals</td><td>439-17501</td><td></td></tr><tr><td>Total Protein</td><td>&amp;nbsp;Pierce&amp;nbsp;</td><td>23225</td><td>Bicinchoninic Acid Assay</td></tr></tbody></table>

long-term catheterization of the intestinal lymph trunk and collection of lymph in neonatal pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal (central) efferent lymph. Importantly, the collection of central lymph from the intestine enables researchers to study both the mechanisms and lipid constitutes associated with lipid metabolism, intestinal inflammation and cancer metastasis, as well as cells involved in immune function and immunosurveillance. A ventral mid-line surgical approach permits excellent surgical exposure to the cranial abdomen and relatively easy access to the intestinal lymph trunk vessel that lies near the pancreas and the right ventral segment of the portal vein underneath the visceral aspect of the right liver lobe. The vessel is meticulously dissected and released from the surrounding fascia and then dilated with sutures allowing for insertion and subsequent securing of the catheter into the vessel. The catheter is exteriorized and approximately 1 L/24 hr of lymph is collected over a 7 day period. While this technique enables the collection of large quantities of central lymph over an extended period of time, the success depends on careful surgical dissection, tissue handling and close attention to proper surgical technique. This is particularly important with surgeries in young animals as the lymph vessels can easily tear, potentially leading to surgical and experimental failure. The video demonstrates an excellent surgical technique for the collection of intestinal lymph.

<html> Lymphatische Katheterisierung der intestinalen lymphatischen Stamm der Neugeborenen-Schweine ermöglicht Sammlung von etwa 1 l / 24 h zentrale Lymphe über einen Zeitraum von 7 Tagen. Die Lymphe in diesen Experimenten gesammelt enthaltenen Komponenten des Fettstoffwechsels, nämlich Gesamt Lymphe Protein, Lipoprotein ApoB48, Triglyceride, Gesamtprotein und Cholesterin. Tabelle 1 Highlights repräsentative Mengen dieser Lipidkomponenten aus gepoolten Lymphe Proben von drei Schweinen...

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Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs

We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Long-Term Katheterisierung der Darmlymphe Trunk und Sammlung von Lymphe in Neonatal Pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

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Medicine

8.8K Aufrufe.  University of Alberta. We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Serie: Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs

Multispectral Real-time Fluorescence Imaging for Intraoperative Detection of the Sentinel Lymph Node in Gynecologic Oncology

The prognosis in virtually all solid tumors depends on the presence or absence of lymph node metastases.1-3 Surgical treatment most often combines radical excision of the tumor with a full lymphadenectomy in the drainage area of the tumor. However, removal of lymph nodes is associated with increased morbidity due to infection, wound breakdown and lymphedema.4,5 As an alternative, the sentinel lymph node procedure (SLN) was developed several decades ago to detect the first draining lymph node from the tumor.6 In case of lymphogenic dissemination, the SLN is the first lymph node that is affected (Figure 1). Hence, if the SLN does not contain metastases, downstream lymph nodes will also be free from tumor metastases and need not to be removed. The SLN procedure is part of the treatment for many tumor types, like breast cancer and melanoma, but also for cancer of the vulva and cervix.7 The current standard methodology for SLN-detection is by peritumoral injection of radiocolloid one day prior to surgery, and a colored dye intraoperatively. Disadvantages of the procedure in cervical and vulvar cancer are multiple injections in the genital area, leading to increased psychological distress for the patient, and the use of radioactive colloid.
Multispectral fluorescence imaging is an emerging imaging modality that can be applied intraoperatively without the need for injection of radiocolloid. For intraoperative fluorescence imaging, two components are needed: a fluorescent agent and a quantitative optical system for intraoperative imaging. As a fluorophore we have used indocyanine green (ICG). ICG has been used for many decades to assess cardiac function, cerebral perfusion and liver perfusion.8 It is an inert drug with a safe pharmaco-biological profile. When excited at around 750 nm, it emits light in the near-infrared spectrum around 800 nm. A custom-made multispectral fluorescence imaging camera system was used.9.
The aim of this video article is to demonstrate the detection of the SLN using intraoperative fluorescence imaging in patients with cervical and vulvar cancer. Fluorescence imaging is used in conjunction with the standard procedure, consisting of radiocolloid and a blue dye. In the future, intraoperative fluorescence imaging might replace the current method and is also easily transferable to other indications like breast cancer and melanoma.

Fluorescence imaging is a promising innovative modality for image-guided surgery in surgical oncology. In this video we describe the technical procedure for detection of the sentinel lymph node using fluorescence imaging as showcased in gynecologic oncologicy. A multispectral fluorescence camera system, together with the fluorescent agent indocyanine green, is applied.

Multispectral Real-time Fluoreszenz-Imaging für die intraoperative Detektion des Sentinel Lymph Node in Gynäkologische Onkologie

The prognosis in virtually all solid tumors depends on the presence or absence of lymph node metastases.1-3 Surgical treatment most often combines radical ...

Forschung

Medizin

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, perfusion deficit, hypoxic-ischemic encephalopathy, pulmonary hypertension, vasculopathic enterocolitis, renal failure and thrombo-embolic complications. Animal models are developed to help us understand the patho-physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. In comparison to rodents and newborn lambs, the newborn piglet has been proven to be a valuable model. The newborn piglet has several advantages including similar development as that of 36-38 weeks human fetus with comparable body systems, large body size (&tilde;1.5-2 kg at birth) that allows the instrumentation and monitoring of the animal and controls the confounding variables of hypoxia and hemodynamic derangements.
We here describe an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia and allow us to examine the systemic and regional hemodynamic changes during the asphyxiating and reoxygenation process as well as the respective effects of interventions. Further, the model has the advantage of studying multi-organ failure or dysfunction simultaneously and the interaction with various body systems. The experimental model is a non-survival procedure that involves the surgical instrumentation of newborn piglets (1-3 day-old and 1.5-2.5 kg weight, mixed breed) to allow the establishment of mechanical ventilation, vascular (arterial and central venous) access and the placement of catheters and flow probes (Transonic Inc.) for the continuously monitoring of intra-vascular pressure and blood flow across different arteries including main pulmonary, common carotid, superior mesenteric and left renal arteries. Using these surgically instrumented piglets, after stabilization for 30-60 minutes as defined by Z&lt;10% variation in hemodynamic parameters and normal blood gases, we commence an experimental protocol of severe hypoxemia which is induced via normocapnic alveolar hypoxia. The piglet is ventilated with 10-15% oxygen by increasing the inhaled concentration of nitrogen gas for 2h, aiming for arterial oxygen saturations of 30-40%. This degree of hypoxemia will produce clinical asphyxia with severe metabolic acidosis, systemic hypotension and cardiogenic shock with hypoperfusion to vital organs. The hypoxia is followed by reoxygenation with 100% oxygen for 0.5h and then 21% oxygen for 3.5h. Pharmacologic interventions can be introduced in due course and their effects investigated in a blinded, block-randomized fashion.

Large animal models have good translational values in the examination of physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. Using newborn piglets, we develop an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia which has advantages of studying the systemic and regional hemodynamics, oxygen transport with biochemical and pathologic pathways and correlations.

A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

Various animal models of lung injury exist to study the complex pathomechanisms of human acute respiratory distress syndrome (ARDS) and evaluate future therapies. Severe lung injury with a reproducible deterioration of pulmonary gas exchange and hemodynamics can be induced in anesthetized pigs using repeated lung lavages with warmed 0.9% saline (50 ml/kg body weight). Including standard respiratory and hemodynamic monitoring with clinically applied devices in this model allows the evaluation of novel therapeutic strategies (drugs, modern ventilators, extracorporeal membrane oxygenators, ECMO), and bridges the gap between bench and bedside. Furthermore, induction of lung injury with lung lavages does not require the injection of pathogens/endotoxins that impact on measurements of pro- and anti-inflammatory cytokines. A disadvantage of the model is the high recruitability of atelectatic lung tissue. Standardization of the model helps to avoid pitfalls, to ensure comparability between experiments, and to reduce the number of animals needed.

Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome ARDS

Repeated pulmonary lavages in anesthetized pigs induce lung injury resembling major aspects of human acute respiratory distress syndrome (ARDS). For this purpose the lungs are repeatedly lavaged with 0.9% saline at 37 &#176;C. The goal of the protocol is a reproducible mitigation of gas exchange and hemodynamics for research in ARDS.

Lavage-induzierte Surfactant Depletion in Schweine als Modell des Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

Various animal models of lung injury exist to study the complex pathomechanisms of human acute respiratory distress syndrome (ARDS) and evaluate future ...

Surgical Placement of Catheters for Long-term Cardiovascular Exercise Testing in Swine

This protocol describes the surgical procedure to chronically instrument swine and the procedure to exercise swine on a motor-driven treadmill. Early cardiopulmonary dysfunction is difficult to diagnose, particularly in animal models, as cardiopulmonary function is often measured invasively, requiring anesthesia. As many anesthetic agents are cardiodepressive, subtle changes in cardiovascular function may be masked. In contrast, chronic instrumentation allows for measurement of cardiopulmonary function in the awake state, so that measurements can be obtained under quiet resting conditions, without the effects of anesthesia and acute surgical trauma. Furthermore, when animals are properly trained, measurements can also be obtained during graded treadmill exercise.
Flow probes are placed around the aorta or pulmonary artery for measurement of cardiac output and around the left anterior descending coronary artery for measurement of coronary blood flow. Fluid-filled catheters are implanted in the aorta, pulmonary artery, left atrium, left ventricle and right ventricle for pressure measurement and blood sampling. In addition, a 20 G&#160;catheter is positioned in the anterior interventricular vein to allow coronary venous blood sampling.
After a week of recovery, swine are placed on a motor-driven treadmill, the catheters are connected to pressure and flow meters, and swine are subjected to a five-stage progressive exercise protocol, with each stage lasting 3 min. Hemodynamic signals are continuously recorded and blood samples are taken during the last 30 sec of each exercise stage.
The major advantage of studying chronically instrumented animals is that it allows serial assessment of cardiopulmonary function, not only at rest but also during physical stress such as exercise. Moreover, cardiopulmonary function can be assessed repeatedly during disease development and during chronic treatment, thereby increasing statistical power and hence limiting the number of animals required for a study.

Here we present a protocol to assess cardiopulmonary function in awake swine, at rest and during graded treadmill exercise. Chronic instrumentation allows for repeated hemodynamic measurements uninfluenced by cardiodepressive anesthetic agents.

Chirurgische Platzierung von Kathetern für die langfristige Herz-Kreislauf und Sportmedizin in Swine

This protocol describes the surgical procedure to chronically instrument swine and the procedure to exercise swine on a motor-driven treadmill. Early ...

Direct Cannula Implantation in the Cisterna Magna of Pigs

The glymphatic system is a waste clearance system in the brain that relies on the flow of cerebrospinal fluid (CSF) in astrocyte-bound perivascular spaces and has been implicated in the clearance of neurotoxic peptides such as amyloid-beta. Impaired glymphatic function exacerbates disease pathology in animal models of neurodegenerative diseases, such as Alzheimer's, which highlights the importance of understanding this clearance system. The glymphatic system is often studied by cisterna magna cannulations (CMc), where tracers are delivered directly into the cerebrospinal fluid (CSF). Most studies, however, have been carried out in rodents. Here, we demonstrate an adaptation of the CMc technique in pigs. Using CMc in pigs, the glymphatic system can be studied at a high optical resolution in gyrencephalic brains and in doing so bridges the knowledge gap between rodent and human glymphatics.

This article presents a step-by-step protocol for the direct cannula implantation in the cisterna magna of pigs.

Direkte Kanülenimplantation in der Cisterna Magna der Schweine

The glymphatic system is a waste clearance system in the brain that relies on the flow of cerebrospinal fluid (CSF) in astrocyte-bound perivascular spaces ...

Neurowissenschaften

Microscopic Observation of Lymphocyte Dynamics in Rat Peyer's Patches

Na&#239;ve lymphocytes recirculate from the blood to the lymphoid tissues under physiological condition and it is commonly recognized as an important phenomenon in the gut immunity. The stroma of secondary lymphoid organs, such as Peyer&#8217;s patches (PPs) or mesenteric lymph nodes, are where na&#239;ve lymphocytes sense antigens. Na&#239;ve lymphocytes circulate through the bloodstream to reach high endothelial venules, the portal of entry into PPs. Some immunomodulators are estimated to influence lymphocyte migration, but the precise evaluation of microcirculation dynamics is very difficult, and establishing a method to observe lymphocyte migration in vivo can contribute to the clarification of the precise mechanisms. We refined the method of collecting lymphocytes from the lymph duct and observing the detailed dynamics of gut-tropic lymphocytes in rat PPs. We chose confocal laser scanning microscopy to observe rat PPs in vivo and recorded it using time-lapse photography. We can now obtain clear images that can contribute to the analysis of lymphocyte dynamics.

Here, we describe a precise method for collecting thoracic duct lymphocytes and observing the migration of gut-tropic lymphocytes in rat Peyer&#8217;s patches for 3 hours using time-lapse photography. This technique can clarify how the dynamics of lymphocytes are affected under inflammatory conditions.

Mikroskopische Beobachtung der Lymphozytendynamik in Rat Peyers Patches

Na&#239;ve lymphocytes recirculate from the blood to the lymphoid tissues under physiological condition and it is commonly recognized as an important ...

Intubation, Central Venous Catheter, and Arterial Line Placement in Swine for Translational Research in Abdominal Transplantation Surgery

Translational surgical research models in swine are crucial for developing safe preclinical protocols. However, the success of the experimental surgeries does not solely rely on the research team's surgical skills; perioperative care and management procedures, like intubation, central venous line, and arterial line placement, are necessary and of the utmost importance for favorable experiment results. As it is uncommon for research teams to have anesthesiologists or any other staff other than the surgical team, the surgical team involved in translational research must acquire and/or develop the skills to perform the perioperative care. The purpose of this paper is to show the techniques of intubation, central venous catheter, and arterial line placement used and perfected at the Toronto Organ Preservation Laboratory over the last 10 years, to be used as a reference for future researchers joining either this team or any other lab performing translational research protocols in swine and/or abdominal transplantation.

<meta charset="utf8"></head><body>Intubation, zentraler Venenkatheter und arterielle Zugänge bei Schweinen für die translationale Forschung in der abdominalen Transplantationschirurgie

To obtain the best possible results, surgeons performing translational research experiments should be proficient at intubation and vascular line placement. This paper describes the techniques used by the Toronto Organ Preservation Laboratory to perform these procedures.

Intubation, zentraler Venenkatheter und arterielle Zugänge bei Schweinen für die translationale Forschung in der abdominalen Transplantationschirurgie

Translational surgical research models in swine are crucial for developing safe preclinical protocols. However, the success of the experimental surgeries ...

Hickman-Katheter für den langfristigen Gefäßzugang bei Schweinen

Hickman Catheter Use for Long-Term Vascular Access in a Preclinical Swine Model

Central venous catheters (CVCs) are invaluable devices in large animal research as they facilitate a wide range of medical applications, including blood monitoring and reliable intravenous fluid and drug administration. Specifically, the tunneled multi-lumen Hickman catheter (HC) is commonly used in swine models due to its lower extrication and complication rates. Despite fewer complications relative to other CVCs, HC-related morbidity presents a significant challenge, as it can significantly delay or otherwise negatively impact ongoing studies. The proper insertion and maintenance of HCs is paramount in preventing these complications, but there is no consensus on best practices. The purpose of this protocol is to comprehensively describe an approach for the insertion and maintenance of a tunneled HC in swine that mitigates HC-related complications and morbidity. The use of these techniques in &gt;100 swine has resulted in complication-free patent lines up to 8 months and no catheter-related mortality or infection of the ventral surgical site. This protocol offers a method to optimize the lifespan of the HC and guidance for approaching issues during use.

Autor im Rampenlicht: Verwendung von Hickman-Kathetern für den langfristigen Gefäßzugang in einem präklinischen Schweinemodell  

A reliable and reproducible approach for the insertion and maintenance of a tunneled Hickman catheter for long-term vascular access in swine is described. Placement of a central venous catheter allows for convenient daily sampling of whole blood from awake animals and intravenous administration of medication and fluids.

Verwendung des Hickman-Katheters für den langfristigen Gefäßzugang in einem präklinischen Schweinemodell

Central venous catheters (CVCs) are invaluable devices in large animal research as they facilitate a wide range of medical applications, including blood ...

Long-Term Katheterisierung der Darmlymphe Trunk und Sammlung von Lymphe in Neonatal Pigs

Zusammenfassung

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Intubation, zentraler Venenkatheter und arterielle Zugänge bei Schweinen für die translationale Forschung in der abdominalen Transplantationschirurgie

Intubation, zentraler Venenkatheter und arterielle Zugänge bei Schweinen für die translationale Forschung in der abdominalen Transplantationschirurgie

Verwendung des Hickman-Katheters für den langfristigen Gefäßzugang in einem präklinischen Schweinemodell

Verwendung des Hickman-Katheters für den langfristigen Gefäßzugang in einem präklinischen Schweinemodell