Name: subcutaneous angiotensin ii infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice
Uploaded: 2015-09-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 21 s
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The research work presented in this manuscript was supported by a grant (HL107319 to Alan Daugherty and HL107326 to Lisa A. Cassis) from the National Institutes of Health of the United States of America. The content in this manuscript is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the National Institutes of Health. The publication of this manuscript was sponsored by DURECT Corporation.

Ethics Statement: Maus Studien sind mit Genehmigung der University of Kentucky Institutional Animal Care und Verwenden Committee (: 2006-0009 IACUC Protokollnummer) durchgeführt. Mäuse werden nach Auflegen durch eine Überdosis von Ketamin Cocktail (~ 210 mg / kg) und Xylazin (~ 30 mg / kg) getötet. 1. Berechnung der AngII Betrag Hinweis: Dieses Protokoll wird am Beispiel Infusion AngII (1,000 ng / kg / min) während 4 Wochen in 4 männliche LDL-Rezeptor - / - Mäuse einen gesättigten Fettsäuren angereicherte Diät gefüttert. <ol><li> Wiegen Sie studieren Mäusen vor der Berechnung der Höhe der AngII zur Infusion benötigt wird. </li><li> Verwenden Sie die Vorlage (Tabelle 1), um die AngII Masse für das Experiment benötigte zu berechnen. Verwenden Sie die &quot;Mean Pumprate&quot; in der Gebrauchsanweisung der Pumpen als &quot;Pumprate&quot; in Schritt 4 der Vorlage angezeigt. In der Vorlage Rekord Schritte 1-5 manuell, und die Schritte 6-10 werden automatisch berechnet. <ol><li> In der Vorlage an, dassMäuse werden 1 g Körpergewicht während der Infusion von 1000 ng AngII / kg / min für 4 Wochen erhalten. HINWEIS: Jede Maus sehr unterschiedliche Körpergewichtszunahme, die von vielen Variablen, wie zB Mausstamm und Ernährung hängen müssen. Wir verwenden routinemäßig &quot;0&quot; oder &quot;1 g&quot; auf der Grundlage unserer eigenen Erfahrungen aus früheren Studien. </li><li> Berechnen Sie eine 300 ul Gesamtvolumen von AngII Lösung für jede Maus, da jede Pumpe benötigt ca. 250 ul. </li></ol></li></ol> 2. Die Auflösung des AngII <ol><li> Shop lyophilisiert AngII Fläschchen bei -20 ° C. Äquilibrieren AngII Fläschchen auf Raumtemperatur vor dem Öffnen. </li><li> Wiegen des berechneten AngII Masse (7,3 mg, wie in Tabelle 1 gezeigt) in einen sterilen Kunststoffrohr. HINWEIS: Pro Merck Index, keine Glasröhren zur Auflösung verwenden, da eine wässrige Lösung aus AngII hat eine starke Affinität für die Bindung an Glas. </li><li> Fügen Sie das berechnete Volumen steriler Kochsalzlösung (1.200 μl) in das Kunststoffrohr, das die lyophilisierte AngII, Kappe, und mischen durch Umdrehen, bis die Lösung klar ist. </li><li> Etikett Maus Nummern # 1, # 2, # 3 und # 4 auf einzelne sterile Plastikröhrchen mit Kappen (0,5 - 1,5 ml). Vorbereitung AngII Lösung unter einer laminaren Abzugshaube für jede Maus basierend auf dem Körpergewicht, wie in Schritt 1.2 und Tabelle 1 berechnet. <ol><li> Zum Beispiel Pipette 3,6 ul steriler Kochsalzlösung in das Rohr # 1, dann 296,4 ul AngII Lösung und mischen durch Auf-und Abpipettieren sanft. </li></ol></li><li> Label Maus Zahlen auf Kunststoffröhrchen mit Kappen (4 ml, steril). Diese werden zur Inkubation von Pumpen, wie in Schritt 3.13 beschrieben, verwendet werden. </li></ol> 3. osmotische Pumpe Füllung <ol><li> Erhalten Pumpen in zwei getrennten Teilen: dem Hauptkörper der Pumpe und dem Strömungsmoderator (Abbildung 1). Jede Box verfügt über 10 Pumpenkörper und Strömungs Moderatoren, die einzeln verpackt sind. Notieren Sie die Chargennummer. HINWEIS: Tragen Sie immerHandschuhen, da Öle von den Händen auf die Außenhülle von Pumpen übertragen wird sich negativ auf Pumpfunktion. Verwenden Sie sterile Handschuhe, Gaze, Rohre, Füllnadel und wiegen Boote, um die Pumpen vorbereitet, um das Risiko einer Infektion aus dem Implantat zu vermeiden. </li><li> Öffnen Sie nur die Anzahl der Pumpenkörper und Strömungs Moderatoren für das Studium benötigt, da diese nicht gespeichert einmal geöffnet werden. Wenn mehr als 10 Pumpen benötigt werden, sicherzustellen, dass die Chargennummern der Pumpen sind für eine Studie, da Pumpen verschiedener Chargen unterschiedliche mittlere Füllvolumen und Pumprate. </li><li> Wiegen Sie jede Pumpe (einschließlich sowohl des Hauptkörpers und der Strömungsmoderator), und notieren Sie das Gewicht auf 4 Nachkommastellen (zB 1,1443 g Maus # 1). Dieses Gewicht, bezeichnet als &quot;Pumpenleergewicht&quot; in der Vorlage (Tabelle 1), wird verwendet, um den gefüllten Verhältnis zu berechnen. </li><li> Befestigen Sie die Pumpe Füllnadel auf eine 1 cc sterile Spritze und sorgfältig füllen Sie die Spritze mit AngII Lösung aus dem geeignetnummerierten Kunststoffrohr. Es ist wichtig zu vermeiden, Luft in der Spritze. </li><li> Entferne alle Luftblasen sorgfältig aus der Spritze, während die Nadel nach unten gerichtet ist. Halten der Nadel / Spritze in dieser Position, um die Einführung von Blasen in die Pumpe zu verhindern. </li><li> Setzen Sie vorsichtig die Füllnadel in den Pumpenkörper. Vorab die Spitze der Nadel in die Pumpe. Ruhen darf die Spitze der Nadel fest an der Unterseite der Pumpe. </li><li> Drücken Sie den Spritzenkolben langsam auf die Pumpe mit AngII Lösung zu füllen. Ein dunkler Schatten in der Pumpe zeigt den Füllstand. Das Füllvolumen beträgt ca. 246 &amp; mgr; l pro Anleitung. </li><li> Stopp Befüllen der Pumpe und entfernen Sie vorsichtig die Nadel so schnell wie eine Perle von Flüssigkeit steigt aus der Pumpe. </li><li> Legen Strömungsmoderator in die Pumpe durch das Loch auf der Oberseite des Pumpenkörpers, bis kein Spalt zwischen dem Kopf des Strömungsmoderator und der Oberseite des Pumpenkörpers (Abbildung 1) zu sehen. </li><li> Einfügen von moderatoder in den Pumpenkörper führt zu einer gewissen Flüssigkeit von der Öffnung des Strömungsmoderator. Alle zusätzliche Flüssigkeit, die während der Platzierung von Moderatoren zugespielt haben könnte vorsichtig tupfen. </li><li> Wiegen gefüllt Pumpe. Das Gewicht unter &quot;Pump Gewicht Gefüllt&quot; in der Vorlage. </li><li> Berechnen Füllungsgrad (%) = (Gewicht Pump &quot;gefüllt&quot; - &quot;leer&quot;) x 1.000 / mittlere Füllvolumen x 100. <ol><li> Berechnen Füllungsgrad wie in Tabelle 1 angegeben Idealer, Füllungsgrad sollte gleich oder größer als 100% sein. Refill Pumpe, wenn der Füllungsgrad von &lt;95% (Verwicklung dass Luftblasen können in der Pumpe vorhanden). </li></ol></li><li> Zeigen gefüllt Pumpe in den markierten 4-ml-Röhrchen (Schritt 2.5) mit der Moderator den Kopf nach oben zeigt. In ausreichendes Volumen an steriler Kochsalzlösung, um die Pumpe zu decken. Halten Pumpe in Rohr von Kochsalzlösung bis zur Implantation. </li><li> Die Röhrchen in einem 37 ° C Inkubator. Inkubiere Pumpen O / N (mindestens 12 hr) zu Teil Priming zu ermöglichen, und dann in Mäuse implantiert. Pumpeing von AngII beginnt ungefähr 24 h nach der Implantation, die Mäuse, um sich von der Operation vor einer potenziellen Belastung während AngII Infusions sich zu erholen. </li></ol> 4. Vorbereitung für Pump Implantation <ol><li> Autoklaven (Schwerkraft-Modus, Trocken-Zyklus, 15 min) Gaze, Wattestäbchen und chirurgische Instrumente einschließlich Schere, Gefäßklemme, Pinzetten, Heftklammern und Hefter mindestens 1 Tag vor der Operation. </li><li> In einem Verfahren Raum, vorzubereiten Vaporizer für Narkose mit Isofluran. Öffnen Sie sterilen Tüchern in einer Sterilbank und legen Bugnase für Isofluran-Narkose. Zeigen betadine, 70% Ethanol, steriles Wasser, Perle Sterilisator, antiseptisch Händedesinfektion, Tupfer, Gaze, und füllte Pumpen in einer laminaren Haube. </li><li> Don eine Maske und Gewand, dann öffnen Sie eine äußere Tuch in einer laminaren Haube mit sauberen Händen. Setzen Sie auf sterile Handschuhe und öffnen Sie die sterile Innenpackung. </li></ol> 5. Chirurgisches Vorgehen der Pump Implantation <ol><li> Bewegen Sie die Maus in einem Induktions ChamBER mit Zufluss von Isofluran mit einer Flussrate von 1,5 - 2%. Überwachen Sie die Maus für eine zusätzliche 2-3 Minuten nach Festliegen. Rasieren Sie sich über eine Fläche etwa so groß wie ein Viertel, über den linken oder rechten Schulter. </li><li> Platzieren der Maus in einer laminaren Abzugshaube, mit der Nase fluchtend mit einem Kegel Isofluran Abfluss (2A) verbunden ist. Legen Sie den Kopf der Maus die Richtung dominanten Hand des Chirurgen. Verwenden vet Salbe auf die Augen Maus bis zur Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Sicherzustellen, dass die Maus keine Reaktion auf die Stimulation der Schmerz vor der Operation. So ist beispielsweise Pedalantwort ein guter Indikator für die Schmerzen. </li><li> Tupfer und wischen rasierte Fläche mit Betadin, gefolgt von drei Tücher mit 70% Ethanol. Don oder ändern Sie sterile Handschuhe. </li><li> Verwenden ein chirurgisches Skalpell, ein ~ 1 cm Einschnitt hinter dem Ohr über das Schulterblatt des vorderen Schenkels vorzunehmen. Dieser Einschnitt sollte senkrecht zum Schwanz. Seien Sie vorsichtig, um nur die Haut und nicht die darunter liegende Gewebe zu schneiden. </li><li> Halten forceps in der einen Hand den Schnitt öffnen, und mit der anderen Hand, um einen subkutanen Tunnel unter der Haut mit einer Gefäßklemme (2B) zu machen. </li><li> Voran hemostat Spitze in Richtung der Schwanz, und erstellen Sie eine Tasche für Pumpe. Dies geschieht durch vorsichtiges Öffnen der Backen der Gefäßklemme unter der Haut zu öffnen, ein Beutel durchgeführt. Ziehen Sie die Gefäßklemme aus Einschnitt. </li><li> Legen Pumpe in den Einschnitt mit dem Moderator Kopf an der Rückseite der Maus (Abbildung 2c) positioniert. Schieben Sie die Pumpe vollständig in die Tasche. Es sollte genügend Freiraum, um die Wunde ohne Spannung oder Dehnung der Haut schließen. </li><li> Sobald eine Pumpe eingesetzt wurde, fest klemmen beide Seiten des Einschnitts, Richten, damit die Kanten treffen, und setzen Sie 1 oder 2 Wundklammern zu schließen (2D). Überprüfen Sie die Einschnittstelle, um sicherzustellen, dass es die vollständige Schließung der Wunde, und dass die Pumpe nicht direkt auf der Website drücken. </li><li> Bewerben topische Lidocain-Creme(4% w / w) mit einem sauberen Baumwoll swab.Remove Maus aus dem Nasenkegel, und legen Sie sie auf einem Heizkissen, bis er das Bewusstsein wiedererlangt. Nach der Wiederherstellung wird die Maus in seinen Käfig zurück. </li><li> Legen Sie chirurgische Instrumente in ein Sicke Sterilisator für 10 Sekunden zwischen den Mäusen. Erlauben Instrumente vor Gebrauch zu kühlen. Saubere Handschuhe mit antiseptischen Händedesinfektion zwischen Mäusen. Überwachen Sie alle Mäuse, bis vollständige Genesung erreicht ist. </li><li> Überwachen Sie Mäusen eng nach der Operation. Speisen Sie einen Bolus von steriler Kochsalzlösung (0,2 bis 0,3 ml) subkutan, wenn eine Maus zeigt Anzeichen von Leiden, Dehydrierung oder scheinbare Gewichtsverlust. Zumindest zweimal täglich zu beobachten Mäusen während der ersten 10 Tage, und mindestens einmal täglich danach. Führen Sie eine Obduktion sofort, wenn Mäusen während AngII Infusions sterben. Entfernen Wundklammern zwischen 7 - 14 Tage nach der Operation. </li></ol> 6. Ernten, Befestigung, Reinigung, und Imaging von Aorten <ol><li> Schneiden Sie die Maus, Brust- und Bauchhöhle ventral, schneiden open rechten Vorhof Perfusion mit Salzlösung durch die linke Herzkammer des Herzens, um Blut in die Aorta zu entfernen, und Ernte der Aorta 27. </li><li> Platzieren geerntet Aorten in Kunststoffröhrchen, die mindestens 3 ml 4% Paraformaldehyd oder 10% neutral gepuffertem Formalin für 24 - 48 Std. 27 </li><li> Entfernen adventitiellen Gewebe sorgfältig. Pin Aorta auf schwarzem Wachs mit Stiften. Erwerben Aorten-Bilder mit gleicher Vergrößerung. Fügen Sie ein Lineal in jedem Bild zur Kalibrierung, wie in Abbildung 3 dargestellt. </li></ol> 7. En face-Imaging von Aorten <ol><li> Schnitten Aorta Längsrichtung durch den äußeren und inneren Krümmungs Aortenbogen und aufgeschnitten Hauptzweige einschließlich innominate, linken Halsschlagader und linken Schlüsselbeinarterie. Pin Aorta Wohnung mit Außen adventitiellen Verlegung neben dem schwarzen Wachs. </li><li> Erwerben en face Bild der Intima-Oberfläche Aorta bei gleicher Vergrößerung. Fügen Sie ein Lineal in jedem Bild zur Kalibrierung, als Erscheinenn in der 4. </li></ol>

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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonism+of+AT2+receptors+augments+angiotensin+II-induced+abdominal+aortic+aneurysms+and+atherosclerosis.">Antagonism of AT2 receptors augments angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms and atherosclerosis.</a> Br J Pharmacol. 134 (4), 865-870 (2001).</li><li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+receptor-associated+protein+attenuates+angiotensin+II-induced+atherosclerosis+in+hypercholesterolemic+mice+without+influencing+abdominal+aortic+aneurysms.">Deficiency of receptor-associated protein attenuates angiotensin II-induced atherosclerosis in hypercholesterolemic mice without influencing abdominal aortic aneurysms.</a> Atherosclerosis. 220 (2), 375-380 (2011).</li><li>Daugherty, A., Rateri, D., Lu, H., Balakrishnan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+blood+pressure+in+mice+using+volume+pressure+recording,+a+tail-cuff+method.">Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method.</a> J Vis Exp. (27), e1291 (2009).</li></ol>

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Osmotische Pumpen liefern AngII subkutan ist eine Routine Ansatz zur Induktion von Aortenaneurysmen bei Mäusen. Basierend auf Daten von vielen Laboratorien haben kontinuierlich Ergebnisse, dass dies ein zuverlässiges und reproduzierbares Verfahren, um sowohl AAAs 3,4 und TAAs 22-26 in Mäusen untersucht. Daher wird dieses Mausmodell als ein Modell, das mehrere Funktionen des menschlichen Aortenaneurysmen rekapituliert und liefert mechanistische Einblicke in diese verheerenden Krankheiten. Während Altern ist ein Risikofaktor für AAA in den Menschen, es wurde nicht systematisch für AngII induzierten AAAs bei Mäusen untersucht. Es scheint jedoch, Häufigkeit und Schwere von AngII induzierten AAAs ähnlich bei Mäusen im Alter von 8 - 48 Wochen 4,5,7. Derzeit gibt es nur wenige Studien, die über AngII induzierten TAAs in Mäusen im Alter von 8 bis 24 Wochen 22 bis 26, die nicht offensichtlich altersbedingten Unterschiede auf TAA Bildung zeigte. Weibliche Mäuse haben eine viel geringere Inzidenz von AAAS als männliche Mäuse mit AngII 4,28 infundiert. Es ist auch erwähnenswert, dass das Auftreten von AngII induzierten AAAs in hyper- als normo-Cholesterolämie-Mäuse, die mehr als 50% gegenüber weniger als 30% ist, jeweils deutlich höher. Zusätzlich ist Aortenruptur häufige (ca. 10-30%) in beiden normo- und Hypercholesterinämie Mäusen während AngII Infusion. Die Infusion von AngII mit einer Rate von 1.000 ng / kg / min in Hypercholesterinämie Mäusen, wie LDL-Rezeptor - / - Mäusen gefüttert eine westliche Ernährung oder Apolipoprotein (ApoE) - / - Mäuse eine normale oder Western Diät gefüttert, hat eine maximale Wirkung auf AAA Entwicklung 3,4,29. Diese Infusionsrate optimal ist für eine Untersuchung, bei der Manipulation eines Gens von Interesse in hypercholesterolämischen Mäusen erwartet AAAs reduzieren. Wenn eine Manipulation in hypercholesterolämischen Mäusen erwartet AAAs vergrößern, empfiehlt es sich, AngII mit einer Rate von 500 ng / kg / min oder niedriger 30 zu infundieren. Im Gegensatz zu AAAs besteht keine Demonstrated Assoziation zwischen männlichen Geschlechts oder Hypercholesterinämie und AngII induzierten TAAs 25. Ähnlich wie AAA, wenn Manipulation eines Gens von Interesse wird erwartet, dass TAA zu erweitern, empfehlen wir Ihnen jedoch eine niedrigere Infusionsrate als 1000 ng / kg / min für AngII Infusion. Es ist auch wichtig zu wissen, dass Häufigkeit und Schwere von AngII induzierten Aortenaneurysmen variieren zwischen den einzelnen Mäusen und zwischen den Studien. Wenn Mäuse nicht Aortenaneurysmen zu entwickeln, ist eine potentielle Möglichkeit, dass AngII möglicherweise nicht erfolgreich in Mäusen geliefert haben. Zur Validierung einer hohen Infusionsrate von AngII wie 1,000 ng / kg / min, die Messung der Blutdruck wird vor und während der Infusion AngII empfohlen unter Verwendung einer nicht-invasiven Schwanzmanschettenverfahren 31. AngII Infusion mit einer Geschwindigkeit von 1000 ng / kg / min erhöht den systolischen Blutdruck bei Mäusen. Auch kann der Plasma-Renin-Konzentrationen während AngII Infusion oder bei Beendigung seit AngII hat eine negative Feedback zu r gemessen werdenenin Sekretion. Daher führt AngII Infusion zu einer Reduzierung der Plasma-Renin-Konzentration. Wenn eine Maus mit AngII infundiert keine offensichtliche Aortaerkrankungen, keine Erhöhung des Blutdrucks, und keine Abnahme der Plasma-Renin-Konzentration würde dies anzeigen, dass AngII wurde nicht effizient durch die implantierte osmotische Minipumpe geliefert. Wir würden empfehlen, das Entfernen dieser Maus aus der Studie. Es ist auch wichtig zu beachten, dass einige Mäuse nicht entwickeln, trotz erhöhter systolischer Blutdruck Aortenaneurysmen und verminderte Plasma-Renin-Konzentration. Diese Mäuse sollten in der Studie bleiben. Zusammengefasst ist AngII Infusion durch subkutane Implantation mit osmotischen Pumpen Aortenaneurysmen in Mäusen zu induzieren erreicht. Diese Methode liefert AngII ständig mit einer definierten Rate für bestimmte Zeitspannen, die verwendet werden, um beide AAAs und TAAs studieren.

Aortenaneurysmen weisen Permanentlumen Erweiterung der Aorta, der Bruch deutet und in der Regel zum Tode führt. Diese Krankheit tritt sowohl in Bauch- und Brustaorta Regionen, die als abdominalen Aortenaneurysmen (AAA) und Brust Aortenaneurysmen (TAA), jeweils bezeichnet werden. Aufgrund einer unvollständigen Verständnis der molekularen Mechanismen und pathophysiologischen Prozessen, gibt es keine bewährten medizinischen Therapie, die Ausdehnung oder Bruch der beiden Typen von Aortenaneurysmen verhindern kann. Da es schwierig ist, die Patientenproben zu erwerben und führen Experimente am Menschen direkt, Forschung mit Schwerpunkt auf der Festlegung der Mechanismen der AAAS wurde häufig von Tiermodellen extrapoliert. Eine häufig verwendete Tiermodell ist die subkutane Infusion von Angiotensin II (AngII) in Mäuse. Im Vergleich zu anderen chirurgischen Ansätze zur Induktion AAAs bei Mäusen, wie intraaortalen Elastase Perfusion oder peri-Aorten-Anwendung von Calciumchlorid, die Laparotomie 1,2 erfordern, dieser method nicht den Eintritt in die Körperhöhle erforderlich und erfordert nur minimale chirurgische Kompetenz 3,4. Subkutane Infusion AngII durch osmotische Pumpen AAAs induzieren, wurde zunächst in geringer Dichte-Lipoprotein (LDL) -Rezeptor berichtet - / - Mäusen gefüttert eine gesättigte Fettsäuren angereicherte Diät 3 und anschließend in apoE - / - Mäuse ein normales Labordiät 4 zugeführt. Viele neuere Studien haben auch gezeigt, dass AngII induziert AAAs in normolipidämischen Mäusen 5-7. Der Ansatz der Infusion AngII wurde angewendet, um AAAs induzieren und entdecken molekularen Mechanismen sowie die Entwicklung von potenziellen therapeutischen Strategien (zB 5-15), da dieses Modell rekapituliert viele Funktionen im menschlichen AAAs beobachtet. Zum Beispiel Risikofaktoren der menschlichen AAAs wie Rauchen, Alter und männliches Geschlecht vermehren auch AngII induzierten AAAs bei Mäusen 16,17. Der Verband der Hypercholesterinämie mit AAAs beim Menschen bedarf der Klärung. Allerdings hat es seinen konsequent, dass Hypercholesterinämie ergänzt AngII induzierten AAAs bei Mäusen 18. Pathologien der AngII induzierten AAAs bei Mäusen sind sehr heterogen und durch tiefe Makrophageninfiltration, Kollagenabbau, Thrombosebildung und Auflösung und Neovaskularisation 19-21 gekennzeichnet. Im Gegensatz zu den häufigsten infrarenalen Lage von AAAs in Menschen AngII induzierten AAAs in Mäusen in der Nebennierenaortaregion auftreten. Ein weiteres Merkmal der allgegenwärtigen AngII induzierten AAAS ist die transmurale medialen Bruch, was zu transmuralen Thrombose. Unklar ist, ob transmurale Elastin Bruch beim Menschen auftritt, da pathologischen Entwicklung AAAs beim Menschen nicht ausschließlich wegen des Mangels an aneurysma Geweben von früheren Stadien untersucht. AngII Infusion in Mäuse führt zu tiefgreifenden Expansion des Brustaortaregion, die überwiegend auf die aufsteigende Aorta, die die häufigste Region ist für TAAs in Menschen beschränkt ist <sup&gt; 19,22-26. Ähnlich wie AngII induzierten AAAs, TAAs beim AngII Infusion induzierte auch rekapitulieren viele Funktionen des menschlichen TAAs 25. Doch im Gegensatz zu AngII induzierten AAAs, AngII induzierten TAAs sind nicht mit Hypercholesterinämie assoziiert und keine Geschlechtsunterschiede haben. Das übergeordnete Ziel des subkutanen AngII Infusion in Mäusen ist es, pathologische Merkmale und molekularen Mechanismen der AAAS und TAA zu studieren.

<table><tbody><tr><td>Angiotensin II</td><td>Bachem</td><td>H-1705</td><td>compound used to induce aortic aneurysms</td></tr><tr><td>Alzet Osmotic Pumps</td><td>DURECT Corporation</td><td>Alzet Model 2004</td><td>feasible for 28-day infusion in mice weighed &gt; 20 g</td></tr><tr><td>Saturated fat-enriched diet</td><td>Harlan Teklad</td><td>TD.88137</td><td>42% calories/calories to stimulate hypercholesterolemia in LDL receptor -/- mice</td></tr></tbody></table>

subcutaneous angiotensin ii infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Die 4 männlichen LDL-Rezeptor - / - im Protokoll beschrieben Mäuse wurden nach 4 Wochen AngII Infusions euthanasiert. Aorten wurden geerntet, gereinigt und abgebildet, um Aorta Streckungen visualisieren. Wie in Figur 3 gezeigt, haben die Aorten verschiedene Eigenschaften einschließlich Erweiterung der Nebennierenregion (AAAs; 3A), die Erweiterung der Steigbereich (TAAs; 3B) oder die Expansion beider Bereiche (Anwesenheit beider AAAs und TAAs, Fig 3C), während die Morphologie in eine Maus war grob normal (3D). Dilatation der Aorta abdominalis wird durch Messung der ex vivo maximale Breite der Nebennierenregion quantifiziert, wie von der roten Linie in 3A dargestellt. Zur Messung der aufsteigenden Aorta Dilatation wurden Aorten aufgeschnitten und gemerkt, wie in Abbildung 4 dargestellt. Intima-Oberfläche wurde in der aufsteigenden Aorta Bereich (Bereich von th umgeben gemessene rote Linien in 4A), um TAAs zu quantifizieren. Ein Lineal wurde in jedem Bild enthalten ist, um Messungen zu standardisieren, da in beiden Figuren 3 und 4 gezeigt. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig1.jpg" /> . Abbildung 1. Repräsentative Bild gefüllt osmotischen Pumpe Jede Pumpe enthält zwei Teile: einen Hauptkörper und einen Strömungsmoderator. Nach dem Füllen der Pumpenkörper mit AngII wird die Strömungsmoderator eingeführt wird, um die Pumpe abzudichten. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig2.jpg" /> Figur 2. Prozess von Pumpenimplantationschirurgie (A) Maus wird in einen laminaren Haube mit einem Nasenkegel, der kontinuierlich ist Loslassen Isofluran und Sauerstoff zusammengebracht. (B) Ein gerader Hämostatikum in die Inzision einen subkutanen Tunnel bilden eingesetzt sind; (C) Die Pumpe wird durch das eingefügte<html> Hautschnitt sanft; (D) Der Hautschnitt wird nach Pumpe Einschub geheftet. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig3.jpg" /> Abbildung 3 Aortic Bilder (ex vivo) von Mäusen, infundiert AngII AngII 1,000 ng / kg / min wurde bei männlichen LDL-Rezeptor infundierten -. / - Mäusen 28 Tage. (A) AAAs begleitet von Thrombose; Rote Linie (2,05 mm) zeigt die Messung der maximalen Aorta-Breite in der Nebennierenregion. (B) aufsteigenden Aorta Dilatation (TAA) mit grob normalen Bauchaorta; (C) Profunde Streckungen sowohl in der aufsteigenden und Nebennieren Aorten-Regionen (TAAs und AAA); (D) grob normalen Aorta ohne offensichtliche Erweiterung der aufsteigender oder Nebennieren Aorten-Region. 4.jpg &quot;/&gt; Abbildung 4. En face Bilder der thorakalen Aorta Regionen aus Mäusen, die mit AngII AngII 1.000 ng / kg / min wurde bei männlichen LDL-Rezeptor-infundiert infundiert. - / - Mäuse für 28 Tage. Fläche durch eine rote Linie umrissen stellt die aufsteigenden Aorta Region einschließlich eines Teils der Aortenbogen. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 1 </td><td colspan="2"> Dosis erforderlich </td><td></td><td> 1000 </td><td colspan="2"> ng / kg / min </td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td colspan="3"> Starten Sie das Körpergewicht (größte Maus) </td><td> 24,8 </td><td> g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td colspan="3"> Geschätzte Gesamtkörpergewichtszunahme </td><td> 1 </td><td> g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4 </td><td> Pumprate </td><td></td><td></td><td> 0,25 </td><td> ul / hr </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td colspan="2"> Number von Mäusen </td><td></td><td> 4 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td colspan="2"> Dosis pro Stunde für die Tier </td><td></td><td> 1518 </td><td> ng </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> Conc erforderlich </td><td></td><td></td><td> 6072 </td><td> ng / ul </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td colspan="2"> Für 300 ul Lösung </td><td></td><td> 1.82 </td><td colspan="2"> mg / 300 &amp; mgr; </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td colspan="2"> LÖSUNG NOTWENDIG </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td colspan="2"> Gesamt AngII (mg) </td><td></td><td> 7.3 </td><td> mg </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 10 </td><td colspan="2"> In Kochsalzlösung gelöst und# 160; </td><td></td><td> 1.200 </td><td> ul </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Maus </td><td> Körpergewicht </td><td> Verdünnungsfaktor </td><td colspan="2"> Volumen (ul) </td><td colspan="2"> Pump Gewicht (g) </td><td> Gefüllt Verhältnis </td></tr><tr><td> # </td><td> (g) </td><td></td><td> AngII </td><td> Salzig </td><td> Leer </td><td> Gefüllt </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24,5 </td><td> 1.0 </td><td> 296,4 </td><td> 3.6 </td><td> 1,1443 </td><td> 1,3877 </td><td> 99 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 23,0 </td><td> 0.9 </td><td> 278,2 </td><td> 21,8 </td><td> 1,1677 </td><td> 1,4145 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24,8 </td><td> 1.0 </td><td> 300,0 </td><td> 0.0 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21,8 </td><td> 0.9 </td><td> 263,7 </td><td> 36,3 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="7"> Verdünnungsfaktor = Körpergewicht der Maus / Körpergewicht des größten Maus </td><td></td></tr></tbody></table><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Maus </td><td> Körpergewicht </td><td> Verdünnungsfaktor </td><td colspan="2"> Volumen (ul) </td><td colspan="2"> Pump Gewicht (g) </td><td> Gefüllt Verhältnis </td></tr><tr><td> # </td><td> (g) </td><td></td><td> AngII </td><td> Salzig </td><td> Leer </td><td> Gefüllt </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24,5 </td><td> 1.0 </td><td> 296,4 </td><td> 3.6 </td><td> 1,1443 </td><td> 1,3877 </td><td> 99 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 23,0 </td><td> 0.9 </td><td> 278,2 </td><td> 21,8 </td><td> 1,1677 </td><td> 1,4145 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24,8 </td><td> 1.0 </td><td> 300,0 </td><td> 0.0 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21,8 </td><td> 0.9 </td><td> 263,7 </td><td> 36,3 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Berechnung für die 28-Tage-Infusion über osmotische Pumpen.

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Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Subkutane Implantation von osmotischen Pumpen bietet eine praktische Vorgehensweise für eine längere und konsistente Bereitstellung von Verbindungen. Dieser Ansatz wurde ausgiebig verwendet, um sowohl in Bauch- und Brust Aortenaneurysmen in Mäusen untersucht werden.

Subkutane Angiotensin-II-Infusion mit osmotischen Pumpen induziert Aortenaneurysmen bei Mäusen

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

subcutaneous-angiotensin-ii-infusion-using-osmotic-pumps-induces

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

37.1K Aufrufe.  University of Kentucky.  Subkutane Implantation von osmotischen Pumpen bietet eine praktische Vorgehensweise für eine längere und konsistente Bereitstellung von Verbindungen. Dieser Ansatz wurde ausgiebig verwendet, um sowohl in Bauch- und Brust Aortenaneurysmen in Mäusen untersucht werden. 

Serie: Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Visualizing Leukocyte Rolling and Adhesion in Angiotensin II-Infused Mice: Techniques and Pitfalls

Epifluorescence intravital video microscopy (IVM) of blood vessels is an established method to evaluate the activation of immune cells and their ability to role and adhere to the endothelial layer. Visualization of circulating cells by injection of fluorescent dyes or fluorophore-coupled antibodies is commonly used. Alternatively, fluorescent reporter mice can be used. Interactions of leukocytes, in particular lysozyme M+ (LysM+) monocytes, with the vessel wall play pivotal roles in promoting vascular dysfunction and arterial hypertension. We here present the technique to visualize and quantify leukocyte rolling and adhesion in carotid arteries in angiotensin II (AngII)-induced hypertension in mice by IVM.
The implantation of a catheter damages the vascular wall and leads to altered blood cell responses. We compared different injection techniques and administration routes to visualize leukocytes in a LysMCre+IRG+ mouse with widespread expression of red fluorescent protein and conditional expression of green fluorescent protein in LysM+ cells. To study LysM+ cell activation, we used AngII infused mice in which rolling and adhesion of leukocytes to the endothelium is increased. We either injected acridine orange using a jugular catheter or directly though the tail vein and compared the amount of rolling and adhering cells. We found that jugular catheter implantation per se increased the number of rolling and adhering LysM+ cells in sham-infused LysMCre+IRG+ mice compared to controls. This activation was augmented in AngII-infused mice. Interestingly, injecting acridine orange directly through the tail vein did not increase LysM+ cell adhesion or rolling in sham-infused mice. We thereby demonstrated the importance of transgenic reporter mice expressing fluorescent proteins to not interfere with in vivo processes during experimentation. Furthermore, tail vein injection of fluorescent tracers might be a possible alternative to jugular catheter injections.

This manuscript describes the use of transgenic reporter mice and different administration routes of fluorescent dyes in angiotensin II-induced hypertension using intravital video microscopy of blood vessels to evaluate the activation of immune cells and their ability to roll and adhere to the endothelium.

Visualisierung von Leukozyten Rollen und Haftung bei Angiotensin II-infundiert Mäusen: Techniken und Fallstricke

Epifluorescence intravital video microscopy (IVM) of blood vessels is an established method to evaluate the activation of immune cells and their ability ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Induction of Atherosclerotic Plaques Through Activation of Mineralocorticoid Receptors in Apolipoprotein E-deficient Mice

Atherosclerosis is due to a chronic inflammatory response affecting vascular endothelium and is promoted by several factors such as hypertension, dyslipidemia, and diabetes. To date, there is evidence to support a role for circulating aldosterone as a risk factor for the development of cardiovascular disease. Transgenic mouse models have been generated to study cellular and molecular processes leading to atherosclerosis. In this manuscript, we describe a protocol that takes advantage of continuous infusion of aldosterone in ApoE-/- mice and generates atherosclerotic plaques in the aortic root after 4 weeks of treatment. We, therefore, illustrate a method for quantification and characterization of atherosclerotic lesions at the aortic root level. The added value of aldosterone infusion is represented by the generation of atherosclerotic lesions rich in lipid and inflammatory cells after 4 weeks of treatment. We describe in detail the staining procedures to quantify lipid and macrophage content within the plaque. Notably, in this protocol, we perform heart tissue-embedding in OCT in order to preserve the antigenicity of cardiac tissue and facilitate detectability of antigens of interest. Analysis of the plaque phenotype represents a valid approach to study the pathophysiology of atherosclerosis development and to identify novel pharmacological targets for the development of anti-atherogenic drugs.

We describe a protocol to induce atherosclerosis in the aortic root of ApoE-/- mice fed with an atherogenic diet, through a continuous release of aldosterone. Methods to characterize plaque composition are also described.

Induktion von atherosklerotischen Plaques durch Aktivierung von Mineralocorticoid-Rezeptoren im Apolipoprotein E-defizienten Mäusen

Atherosclerosis is due to a chronic inflammatory response affecting vascular endothelium and is promoted by several factors such as hypertension, ...

Medizin

Ultrasound Imaging of the Thoracic and Abdominal Aorta in Mice to Determine Aneurysm Dimensions

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been widely used to measure aortic dimensions in mouse models of aortic aneurysms. Aortic aneurysms are defined as permanent dilations of the aorta, which occur most frequently in the ascending and abdominal regions. Sequential measurements of aortic dimensions by ultrasound are the principal approach for assessing the development and progression of aortic aneurysms in vivo. Although many reported studies used ultrasound imaging to measure aortic diameters as a primary endpoint, there are confounding factors, such as probe position and cardiac cycle, that may impact the accuracy of data acquisition, analysis, and interpretation. The purpose of this protocol is to provide a practical guide on the use of ultrasound to measure the aortic diameter in a reliable and reproducible manner. This protocol introduces the preparation of mice and instruments, the acquisition of appropriate ultrasound images, and data analysis.

Ultrasound imaging has become a common modality to determine the luminal dimensions of thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. This protocol describes the procedure to acquire reliable and reproducible two-dimensional ultrasound images of the ascending and abdominal aorta in mice.

Ultraschall-Bildgebung der thorakalen und abdominalen Aorta bei Mäusen zu Aneurysma Abmessungen bestimmen

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been ...

Murine Surgical Model of Topical Elastase Induced Descending Thoracic Aortic Aneurysm

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. An aneurysm forms as a result of progressive weakening and eventual dilation of the aorta, which can rupture or tear once it reaches a critical diameter. Aneurysms of the descending aorta in the chest, called descending thoracic aortic aneurysms (dTAA), make up a large proportion of aneurysm cases in the United States. Uncontained dTAA rupture is almost universally lethal, and elective repair has a high rate of morbidity and mortality. The purpose of our model is to study dTAA specifically, to elucidate the pathophysiology of dTAA and to search for molecular targets to halt the growth or reduce the size of dTAA. By having a murine model to study thoracic pathology precisely, targeted therapies can be developed to specifically test dTAA. The method is based on the placement of porcine pancreatic elastase (PPE) directly on the outer murine aortic wall after surgical exposure. This creates a destructive and inflammatory reaction, which weakens the aortic wall and allows for aneurysm formation over weeks to months. Though murine models possess limitations, our dTAA model produces robust aneurysms of predictable size. Furthermore, this model can be used to test genetic and pharmaceutical targets which may arrest dTAA growth or prevent rupture. In human patients, interventions such as these could help avoid aneurysm rupture, and difficult surgical intervention.

We describe a surgical protocol to consistently induce robust descending thoracic aortic aneurysms in mice. The procedure involves left thoracotomy, thoracic aorta exposure, and placement of a sponge soaked in porcine pancreatic elastase on the aortic wall.

Murine chirurgisches Modell der topischen Elastase induzierte absteigende Thorax Aortenaneurysm

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. ...

Improved Renal Denervation Mitigated Hypertension Induced by Angiotensin II Infusion

The benefits of renal sympathetic denervation (RDN) on blood pressure have been proved in a large number of clinical trials in recent years. However, the regulatory mechanism of RDN on hypertension remains elusive. Thus, it&#39;s essential to establish a simpler RDN model in mice. In this study, osmotic mini pumps filled with Angiotensin II were implanted in 14-week-old C57BL/6 mice. One week after the implantation of the mini-osmotic pump, a modified RDN procedure was performed on bilateral renal arteries of the mice using phenol. Age-sex-matched mice were given saline and served as sham group. Blood pressure was measured at baseline and every week subsequently for 21 days. Then, renal artery, abdominal aorta and heart were collected for histological examination using H&#38;E and Masson staining. In this study, we present a simple, practical, repeatable, and standardized RDN model, which can control hypertension and alleviate cardiac hypertrophy. The technique can denervate peripheral renal sympathetic nerves without renal artery damage. Compared to previous models, the modified RDN facilitates the study of the pathobiology and pathophysiology of hypertension.

Here, we present a protocol for renal sympathetic denervation (RDN) in mice with hypertension induced by Angiotensin II infusion. The procedure is repeatable, convenient and allows to study the regulatory mechanisms of RDN on hypertension and cardiac hypertrophy.

Verbesserte renale Denervierung milderte Hypertonie durch Angiotensin-II-Infusion

The benefits of renal sympathetic denervation (RDN) on blood pressure have been proved in a large number of clinical trials in recent years. However, the ...

Drug Treatment by Central Venous Catheter in a Mouse Model of Angiotensin II Induced Abdominal Aortic Aneurysm and Monitoring by 3D Ultrasound

Since pharmaceutical treatment options are lacking in the clinical management of abdominal aortic aneurysm (AAA), animal models, in particular mouse models, are applied to advance the understanding of the disease pathogenesis and to identify potential therapeutic targets. Testing novel drug candidates to block AAA growth in these models generally requires repeated drug administration during the time course of the experiment. Here, we describe a compiled protocol for AAA induction, insertion of an intravenous catheter to facilitate prolonged therapy, and serial AAA monitoring by 3D ultrasound. Aneurysms are induced in apolipoprotein E (ApoE) deficient mice by angiotensin II release over 28 days from osmotic mini-pumps implanted subcutaneously into the mouse back. Subsequently, the surgical procedure for external jugular vein catheterization is conducted to allow for daily intravenous drug treatment or repeated blood sampling via a subcutaneous vascular access button. Despite the two dorsal implants, the monitoring of AAA development is readily facilitated by sequential semi-automated 3D ultrasound analysis, which yields comprehensive information on the expansion of aortic diameter and volume and on aneurysm morphology, as illustrated by experimental examples.

This protocol describes the consecutive implantation of an osmotic pump to induce abdominal aortic aneurysm by angiotensin II release in apolipoprotein E (ApoE) deficient mice and of a vascular access port with a jugular vein catheter for repeated drug treatment. Monitoring of aneurysm development by 3D ultrasound is effectively conducted despite dorsal implants.

Medikamentöse Behandlung mittels zentralvenösem Katheter in einem Mausmodell des Angiotensin-II-induzierten Bauchaortenaneurysmas und Überwachung mittels 3D-Ultraschall

Since pharmaceutical treatment options are lacking in the clinical management of abdominal aortic aneurysm (AAA), animal models, in particular mouse ...

<meta charset="utf8"></head><body>Untersuchung der molekularen Mechanismen, die dem murinen abdominalen Aortenaneurysma zugrunde liegen

A Mouse Abdominal Aortic Aneurysm Model by Periadventitial Calcium Chloride and Elastase Infiltration

Abdominal aortic aneurysm (AAA) is a life-threatening disease associated with high mortality rates. It is characterized by the permanent dilation of the abdominal aorta with at least a 50% increase in arterial diameter. Various animal models of AAA have been introduced to mimic the pathophysiological changes and study the underlying mechanisms of AAA. Among these models, the calcium chloride (CaCl2)- and elastase-induced AAA models are commonly used in mice. However, these methods have certain limitations. Traditional intraluminal porcine pancreatic elastase (PPE) perfusion is associated with high technical difficulty and a high rupture rate, while periadventitial administration of PPE yields inconsistent results. In addition, the CaCl2-induced AAA model lacks human AAA features, such as atherothrombosis and aneurysm rupture. Therefore, the combined application of CaCl2 and PPE has been proposed as an approach to enhance success rates and induce greater diameter increases in AAA animal models. This manuscript presents a comprehensive protocol for establishing a mouse AAA model through periaortic infiltration of PPE and CaCl2 in the infrarenal segment of the abdominal aorta. By following this protocol, we can achieve an AAA formation rate of approximately 90% with technical simplicity and reproducibility. Further ultrasound and histological experiments confirm that this model effectively replicates the morphological and pathological changes observed in human AAA.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Entwicklung und Charakterisierung eines Mausmodells für das abdominale Aortenaneurysma

This manuscript presents a protocol for establishing a mouse abdominal aortic aneurysm model using calcium chloride and elastase, combining the advantages of previous modeling methods. This model can be utilized to investigate the pathophysiological mechanisms underlying abdominal aortic aneurysms.

Ein Modell eines abdominalen Aortenaneurysmas der Maus durch periadventielle Calciumchlorid- und Elastase-Infiltration

Abdominal aortic aneurysm (AAA) is a life-threatening disease associated with high mortality rates. It is characterized by the permanent dilation of the ...

Surgically Induced Cardiac Volume Overload by Aortic Regurgitation in Mouse

Aortic regurgitation (AR) is a common valvular heart disease that exerts volume overload on the heart and represents a global public health problem. Although mice are widely applied to shed light on the mechanisms of cardiovascular disease, mouse models of AR, especially those induced by surgery, are still paucity. Here, a mouse model of AR was described in detail which is surgically induced by disruption of the aortic valves under high-resolution echocardiography. In accordance with regurgitated blood flow, AR mouse hearts present a distinctive and clinically relevant volume overload phenotype, which is characterized by eccentric hypertrophy and cardiac dysfunction, as evidenced by echocardiographic and invasive hemodynamic evaluation. Our proposal, in a reliable and reproducible manner, provides a practical guide on the establishment and assessment of a mouse model of AR for future studies on molecular mechanisms and therapeutic targets of volume overload cardiomyopathy.

This protocol presents a practical guide on the surgery for creation of aortic regurgitation (AR) in the mouse. Assessment of the AR mouse by echocardiography and invasive hemodynamic measurement recapitulates its clinically relevant characteristics of volume overload-induced eccentric hypertrophy, suggesting its promising application in the study of cardiac hypertrophy.

Aortic regurgitation (AR) is a common valvular heart disease that exerts volume overload on the heart and represents a global public health problem. ...

Subkutane Angiotensin-II-Infusion mit osmotischen Pumpen induziert Aortenaneurysmen bei Mäusen

Zusammenfassung

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Visualisierung von Leukozyten Rollen und Haftung bei Angiotensin II-infundiert Mäusen: Techniken und Fallstricke

Induktion von atherosklerotischen Plaques durch Aktivierung von Mineralocorticoid-Rezeptoren im Apolipoprotein E-defizienten Mäusen

Ultraschall-Bildgebung der thorakalen und abdominalen Aorta bei Mäusen zu Aneurysma Abmessungen bestimmen

Murine chirurgisches Modell der topischen Elastase induzierte absteigende Thorax Aortenaneurysm

Verbesserte renale Denervierung milderte Hypertonie durch Angiotensin-II-Infusion

Medikamentöse Behandlung mittels zentralvenösem Katheter in einem Mausmodell des Angiotensin-II-induzierten Bauchaortenaneurysmas und Überwachung mittels 3D-Ultraschall

Ein Modell eines abdominalen Aortenaneurysmas der Maus durch periadventielle Calciumchlorid- und Elastase-Infiltration

Ein Modell eines abdominalen Aortenaneurysmas der Maus durch periadventielle Calciumchlorid- und Elastase-Infiltration

Ein Modell eines abdominalen Aortenaneurysmas der Maus durch periadventielle Calciumchlorid- und Elastase-Infiltration

Surgically Induced Cardiac Volume Overload by Aortic Regurgitation in Mouse