Name: analysis of gene expression changes in the rat hippocampus after deep brain stimulation of the anterior thalamic nucleus
Uploaded: 2015-03-08T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 46 s
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HINWEIS: Ethik Hinweise: Alle Verfahren in diesem Manuskript beschrieben werden, werden in Übereinstimmung mit den NIH-Richtlinien für Tierforschung (Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren) und werden von der Harvard Medical School IACUC Ausschuss genehmigt. 1. Präoperative Vorbereitung <ol><li> Stellen Sie sicher, dass alle chirurgischen Instrumente werden entweder durch Autoklavieren oder durch Reinigung mit einer antiseptischen Lösung und / oder Ethanol bei Bedarf sterilisiert. Verwenden Sie möglichst sterile Einweg-Geräte wie Skalpelle, Nadel und Spritzen. </li><li> Decken Sie die Werkbank mit OP-Abdeckungen und stellen Sie sicher, dass es ein Biohazard Entsorgung zur Verfügung. </li><li> Wiegen Sie die Ratte und berechnen Anästhesie Dosis. Verwenden Sie einen Ketamin / Xylazin-Mix (Ketamin 75 mg / kg und Xylazin 10 mg / kg), um die Ratten zu betäuben. HINWEIS: 200-250 g ist das optimale Gewicht für eine ordnungsgemäße Befestigung des Tieres in der stereotaktischen Rahmens als auch für eine genaue Ausrichtung der ATN. Isoflurane kann auch als die betäubende Mittel verwendet werden. </li><li> Aufziehen und sichern zwei sterilen Elektroden am Elektrodenhalter (durch Autoklavieren oder mit Ethylenoxid sterilisiert) (Abbildung 2) einer stereotaktischen Operations Rahmen und mit Hilfe eines Mikroskops (10-40x Vergrößerung), überprüfen Sie die Spitzen der Elektrode für die ordnungsgemäße Ausrichtung. Befestigen Sie die beiden Elektroden 3,0 mm. HINWEIS: Achten Sie darauf, um eine Beschädigung der Elektrodenspitze durch Berühren auf harten Oberflächen. </li></ol> 2. DBS Chirurgie <ol><li> Injizieren Sie die Ketamin / Xylazin mischen intraperitoneal an das Tier, und bestätigen, dass das Tier eine chirurgische Ebene der Narkose erreicht (indem Sie für die Zehen Prise Reflex, Atemfrequenz und -tiefe und Ordnungsmäßigkeit der Atmung). Entfernen Sie Haare aus dem Bereich der Kopfhaut, die eingeschnitten wird und desinfizieren Sie die Kopfhaut mit 3 Wechsel Peelings jedem Betadin und entweder Alkohol oder steriler Kochsalzlösung. Sichern Sie und positionieren Sie das Tier auf der stereotaktischen frame. </li><li> Verwenden zirkulierenden Warmwasserpolster auf Körpertemperatur des Tieres auf einem optimalen Niveau zu halten. Bewerben Auge Schmiermittel die Augen des Tieres, um vor dem Austrocknen zu schützen. </li><li> Verwenden Sie die folgenden stereotaktischen Koordinaten für die Ausrichtung der ATN (Anterior Thalamuskern): anterioposterior -1,6 mm, mediolateral 1,5 mm und 5,2 mm dorsoventrale 1. HINWEIS: Die stereotaktischen Koordinaten werden auf der Paxinos und Watson (6. Auflage) Rattenhirnatlas 36 basiert. </li><li> Einen Einschnitt in der Kopfhaut sagittal, um den Schädel zu offenbaren. Mit ein Paar von Wundhaken sichern die Kopfhaut eingeschnitten, um den Schädel freizulegen. Verwenden steriler Kochsalzlösung, um den Einschnitt zu spülen. Wenn Einschnitt zu nass, sterile Wattestäbchen trocknen. Suchen Sie die Bregma und markieren Sie mit einem schwarzen Marker. Um die Lage der Bohrlöcher von der Pfeilnaht und 1,6 mm hinter dem coron führen, stellen zwei weitere Marken auf etwa 1,5 mm mediolateral auf beiden Seitenal Naht. </li><li> Verwenden Sie eine Handbohrmaschine, um die Bohrlöcher zu machen. Achten Sie darauf, die Spitze des Bohrloch ist steril durch Sterilisieren mit Ethanol. Halten Sie den Bohrer bei etwa einem Winkel von 45 ° zu der Schädeloberfläche beim Bohren. Häufig zwischen den beiden Bohrlöchern übermäßigen Wärme an der Stelle jedes Bohrloch zu vermeiden. </li><li> Weiter Bohren bis die Dura freigelegt wird. Mit einer Nadel mit der Spitze gebogen ähnelt die Form eines &quot;L&quot;, entfernen Sie alle Bruchstücke des Knochens, die das Einführen der Elektrode behindern würde. Achten Sie darauf, um eine Beschädigung der darunter liegenden Dura und / oder Hirngewebe beim Entfernen von Knochenfragmenten mit dem verbogenen Nadel. HINWEIS: Mit einem stumpfen Nadel oder feinem stumpfen Pinzette ist auch eine Option. </li><li> Fixieren den Dual-Elektroden-Anordnung an der Drehgriff des stereotaktischen Rahmen und fixieren den Griff in einem 90 ° -Winkel. Mit den Einstellungen in der stereotaktischen Rahmen, positionieren Sie den linken Elektrode genau über dem Bregma. </li><li> Mit dem Stereo-Taktik Anpassungen mediolateral Positionierung genau der linken Elektrode bewegen 1,5 mm an der linken Seite von Bregma, dass jetzt gibt es zwei Elektroden entlang der Kranznaht perfekt ausgerichtet, aber mit Abstand von 1,5 mm vom Bregma mediolateral. </li><li> Mit den anterioposterior stereotaktische Anpassungen, bewegen die Elektroden 1,6 mm hinter der Kranznaht. </li><li> Verwenden Sie die dorsoventrale Anpassungen, die Elektroden auf ersten Scheck zu senken, wenn die Bohrlöcher haben an der richtigen Stelle, so dass die Elektroden mit Leichtigkeit eingeführt werden gemacht, ohne sie zu berühren die Ecken und Kanten der Bohrlöcher. Wenn dem so ist, legen die Elektroden bis zu einer Tiefe von 5,2 mm von der Oberfläche des Schädels. </li><li> Die Elektroden über Leitungen an einen Stimulator bei 130 Hz, 2,5 V und 90 &amp; mgr; s Pulsbreite 1. </li><li> Liefern Hochfrequenz-Stimulation für eine Stunde (oder für eine gewünschte Zeitdauer nach Versuchsaufbau). Im Verlauf der Stimulation, vergessen Sie p versichernroper Anästhesietiefe regelmäßig durch Prüfen des MKSV Rückzug in Reaktion auf eine Zehe kneifen. Ergänzen Anästhesie mit etwa der Hälfte der Initialdosis zur Narkoseeinleitung. Vermeiden Sie die Kontamination des sterilen Handschuhen bei der Überprüfung der Narkosetiefe und bei Bedarf ändern. Führen Sie ein- oder beidseitige Stimulation auf der Grundlage eines experimentellen Anforderungen. Fügen Sie Steuerelemente wie Niederfrequenzstimulation (für z. B. 10 Hz) und nicht-stimulierten Tieren (Einfügen von Elektroden ohne nachfolgende Stimulation). </li><li> Nach Stimulation abgeschlossen ist, entfernen Sie die Elektroden vorsichtig und Naht der Schnitt mit 3-0 Nähten oder mit sterilen chirurgischen Klammern. </li><li> Verabreichen Buprenorphin (0,05 mg / kg) subkutan als Analgesie. Überwachen Sie das Tier, bis es zur normalen Aktivität zurück und dann wieder in das Gehäuse Anlage. </li><li> Nach einem festgelegten Zeitraum auf der Grundlage der experimentellen Gestaltung (zum Beispiel 0, 3, 6 oder 12 Stunden nach der Operation DBS), Einschläfern das Tier mit Narkosedosis. Nach der Bestätigung der Abwesenheit von Vitalfunktionen, enthaupten das Tier. </li><li> Präparieren Sie das Gehirn, indem Sie zuerst die Haut mit einer Schere entfernen. Durch den Knochen entlang der Pfeilnaht mit Dissektion Schere geschnitten. Machen Sie zwei weitere Einschnitte (etwa einen Zentimeter pro Stück) durch den Knochen auf beiden Längsseiten. Mit einer Pinzette, heben Sie den teilweise abgetrennten Knochenstück aus der Oberseite des Schädels, das Gehirn zu schützen. </li><li> Mit einer feinen Schere oder Zange, entfernen das Gehirn aus dem Schädel und übertragen in eine Petrischale mit kaltem PBS auf Eis. HINWEIS: Achten Sie darauf, um eine Beschädigung des Gehirns zu vermeiden und gleichzeitig die Einschnitte durch den Knochen. </li></ol> 3. Hippocampus Isolation HINWEIS: Führen Sie alle nachfolgenden Schritte in diesem Abschnitt auf Eis. <ol><li> Stellen Sie das Gehirn auf eine vorgekühlte Acrylgehirnmatrix auf Eis. Mit einer Rasierklinge, schneiden Sie das Gehirn koronal mit etwa 7-8 mm von der vorderen äußersten edge des Gehirns. Einen zweiten Schnitt koronal und hinter dem ersten Schnitt, so dass eine etwa 5 mm dicke Gehirnschnitt entfernt werden könnte. </li><li> Übertragen Sie die Hirnschnitt in eine Petrischale mit eiskaltem PBS. Mit Rasierklinge, trennen die beiden halbkugelförmigen Abschnitte und kümmern uns um festzustellen, welche Hemisphäre zu den linken und rechten Seite jeweils entspricht. Dies ist besonders wichtig bei der Ausführung einseitige Stimulationen. </li><li> Mit einer feinen Pinzette und Schere entfernen Hippocampus sorgfältig. </li><li> Flash-frieren die Hippocampus-Gewebe auf Trockeneis und lagern in -20 ° C Gefrierschrank bis bereit für die nachfolgenden RNA-Extraktionsschritte. HINWEIS: Für die Langzeitlagerung ist es ratsam, um Gewebe in einem -80ºC Gefriergerät. </li></ol> 4. RNA-Extraktion und quantitative PCR <ol><li> Stellen Sie sicher, das Gewebe bleibt auf Trockeneis eingefroren, bis sie zur Homogenisierung. </li><li> HINWEIS: Führen Sie diesen Schritt in der Kapuze. <ol><li> 1 ml Tri-Reagenz zu Hippocampal Gewebe in einem 1,5 ml Zentrifugenröhrchen geben und homogenisieren, indem es zunächst Pipettieren mehrmals, bis das Gewebe in kleinere Stücke gebrochen. Weitere Homogenisierung des Gewebes durch Durchleiten durch eine Spritze mit einer 25 G-Nadel, bis es keine ununterbrochene Gewebe sichtbar. Führen Sie die Schritte der Homogenisierung auf Eis. </li><li> Nach Homogenisieren des Gewebes, damit die Zellsuspension bei Raumtemperatur für 5 Minuten stehen, um die Zelllyse zu ermöglichen. HINWEIS: Nach dieser Stelle die Zellsuspension kann schnell sein, eingefroren und in -70 ° C bis zur weiteren Verarbeitung gespeichert. </li></ol></li><li> 0,2 ml Chloroform und mischen durch Vortexen für 20 Sekunden und lassen Sie die Lösung Rest bei Raumtemperatur für 15 min. </li><li> Zentrifugiere die Proben bei 12.000 g 15 min bei 4 ° C. Nach dem Zentrifugieren vorsichtig die Schläuche ohne die drei getrennten Schichten, die sichtbar sein wird stören. HINWEIS: Die unten (rot) Phase enthält Proteine, Mitte bewölkt Phase enthält DNA und die obere klare Phase enthält RN / A. </li><li> Übertragen Sie die obere klare Phase (RNA) in ein frisches 1,5 ml Zentrifugenröhrchen (typischerweise 500 ul des RNA-Phase, die erhalten wird). Um dies zu 0,5 ml Isopropanol und durch Vortexen mischen. Dazu gibt man 2-3 ul Glycogen (20 mg / ml) als Träger für die RNA. Die Probe wird auf dem Tisch bei Raumtemperatur für 10 Minuten ruhen. </li><li> Zentrifugieren Sie die Probe bei 12.000 · g für 1 Stunde bei 4 ° C. Sicherstellen, dass das RNA-Pellet an der Unterseite des Rohres sichtbar sind. </li><li> Überstand verwerfen und waschen Sie die RNA-Pellet durch Zugabe von 1 ml 75% Ethanol (hergestellt mit Nuclease freies Wasser). Kehren Sie die Probe mehrmals, bis das Pellet verdrängt aus dem Boden der Röhre und schwimmt in der Lösung. Zentrifugieren der Lösung bei 12.000 g für 10 Minuten bei 4 ° C. HINWEIS: Die Pellet in 75% Ethanol bei -20 ° C bis zur weiteren Schritte gespeichert werden. </li><li> Ermöglichen die RNA-Pellet an der Luft trocknen, indem man die Röhrchen für 5 min bei Raumtemperatur geöffnet. Nehmen Vorsichtsmaßnahme, um zu vermeiden, over Trocknen der Pellets, da dies ihrer Auflösung in Wasser in der nachfolgenden Stufe zu beeinträchtigen. </li></ol> 5. Entfernen von DNA aus dem RNA-Präparat <ol><li> In 9 ul Nuklease-freies Wasser auf die RNA-Pellet und sicherstellen, dass das Pellet wird, bevor durch vorsichtiges Vortexen das Rohr gelöst. Um dieses Add 1 ul 10x DNase I-Puffer und 1 ul rekombinante DNase (von DNase I-Kit), mischen durch vorsichtiges Ausklopfen der Rohre, Spin kurz die Röhren und bei 37 ° C in einem Wasserbad für 30 min. </li><li> Add 2 ul DNase-Inaktivierung Reagenz (von DNase I-Kit) auf die Probe und bei Raumtemperatur für 2 min und oft mischen durch vorsichtiges Schwenken der Röhrchen. Zentrifuge bei 12.000 g für 10 min und Übertragung etwa 10 ul des klaren Überstands in ein frisches 1,5 ml-Zentrifugenröhrchen. </li><li> Messen Sie RNA-Konzentration mit einem Nanodrop oder Spektralphotometer. </li></ol> 6. Herstellung von cDNA aus RNA <ol><li> Fügen erforderliche Volumen thzumin enthält 1 ug RNA und bringt das Gesamtvolumen auf 8 &amp; mgr; l durch Zugabe von Nuklease freiem Wasser. Um dieses Add 1 ul 10 mM dNTP Mix und 1 ul Zufallshexameren aus dem Superscript First Strand Synthesis Kit. Vorsichtig mischen und inkubieren bei 65 ° C für 5 min in entweder einem Wasserbad oder auf einen vorprogrammierten Thermocycler. </li><li> Einen Vormischung, die folgenden Reagenzien: 2 ul 10x RT-Puffer, 4 ul 25 M MgCl 2, 2 &amp; mgr; l 0,1 M DTT und 1 ul RNAse OUT (40 U / ul). HINWEIS: Volumes gelten pro Reaktion, würde Benutzer müssen entsprechend den eigenen experimentellen Anforderungen skalieren. </li><li> Nach Entfernung des RNA-Probe, die von 65 ° C, eingestellt das Röhrchen bei Raumtemperatur für eine Minute. In 9 ul Basislösung und bei Raumtemperatur für 2 min. 1 &amp; mgr; l Superscript II Reverse Transkriptase (50 U / ul) und dann bei Raumtemperatur inkubiert für 10 min. </li><li> Inkubieren der Proben bei 42 ° C für 50min für die reverse Transkription auftritt. </li><li> Die Proben bei 70 ° C inkubieren, für 15 min, um die Reaktion zu beenden. </li><li> Legen Sie die Proben auf Eis kurz und fügen 1 ul RNAseH (2 U / ul) und bei 37 ° C für 20 min. </li><li> Die Röhrchen bei 3000 xg kurz zentrifugieren, um Spin-Down der Kondensatflüssigkeit. Anmerkung: Dies ist cDNA, die für die quantitative PCR verwendet wird. cDNA kann in -20 ° C Gefrierschrank bis PCR-Setup gespeichert werden. cDNA kann auch mit Nuklease-freies Wasser, bevor Sie mit PCR verdünnt werden. </li></ol> 7. Quantitative PCR <ol><li> Geben Sie eine Master-Mix enthält die folgenden Reagenzien (Mengen gelten pro Reaktion): 6,3 ul 2x Sybr Green Mix, 0,6 ul der Forward Primer (10 uM), 0,6 ul Reverse Primer (10 uM) und 0,5 ul Nuklease freiem Wasser . HINWEIS: Primer Entwurf wurde unter Verwendung gemacht die &quot;Pick-Primer &#39;Option im NCBI Nukleotid-Sequenz-Seite für das Gen von Interesse. </li><li> Zugabe von 10 &amp; mgr; l Mastermix in jede Vertiefung einer 96 gut PCR Platte. In 2,5 ul cDNA früher die gut mit dem Mastermix hergestellt. Achten Sie darauf, dreifacher Ausfertigung PCR-Reaktionen für jede Probe einrichten. </li><li> Nach Beendigung der Zugabe von Mastermix und cDNA, umfassen die PCR-Platte mit Hilfe eines optischen Klebefolie, um die Vertiefungen abzudichten. Drehen die Platte kurz für 5 min bei 500 × g in einer Tischzentrifuge, um alle Flüssigkeit zu dem Boden des Bohrlochs zu regeln. </li><li> Laden Sie die PCR-Platte auf eine vorprogrammierte RT-PCR-Maschine. Verwenden Sie die in Tabelle 1 PCR-Parameter. </li><li> Datenanalyse: Verwenden Sie die C t Werte aus der qPCR-Ausgang für weitere Berechnungen. Zusammen mit dem Testgens, bis die PCR-Reaktionen für die interne Kontrollgene 18S rRNA und β-Aktin (negative Kontrolle) (auf gleiche Eingangs gewährleisten). Berechnen fachen Änderungen basierend auf ΔΔCt Verfahren 37. </li></ol>

The authors have no disclosures.

Nach dem Wahrzeichen Arbeit Benabid et al. Bei der Verwendung der tiefen Hirnstimulation zur Behandlung der Parkinson-Krankheit und essentiellem Tremor hat die DBS Operationstechnik mit großem Interesse den letzten zehn Jahren zu vielen neurologischen Erkrankungen 6,10,43 Behandlung untersucht. DBS Studien Targeting verschiedenen neuroanatomischen Regionen des Gehirns Schaltungen werden derzeit von vielen Gruppen durchgeführt, um wichtige neuronalen Erkrankungen ansprechen und sind in verschiedenen...

Die Geschichte hinter der Entwicklung der Tiefenhirnstimulation als neurochirurgische Technik stammt aus den 1870er Jahren, wenn die Möglichkeit der elektrischen Stimulation des Gehirns Schaltungen wurde 2 untersucht. Die Verwendung von chronischen Hochfrequenzstimulation zur Behandlung von neuronalen Erkrankungen begann in den 1960er Jahren 3. Später in den 1990er Jahren mit dem Aufkommen von chronischen Implantation DBS-Elektroden 4-6, die Anzahl von neuronalen Störungen, die von DBS behandelt wurden weiter zu. Tiefe Hirnstimulation wurde zum ersten Mal in den USA zur Behandlung von essentiellem Tremor 6 verwendet. Heute ist die Operation wird häufig zur neuronalen Störungen, die derzeit nicht behandelbar durch pharmakologische Intervention, zu behandeln. DBS ist derzeit zur Behandlung von Bewegungsstörungen Parkinson-Krankheit und Dystonie 7-9 behandeln. Alzheimer-Demenz, Huntington-Krankheit, Epilepsie, Schmerzen und neuropsychiatrischen Erkrankungen wie Depressionen, Zwangsstörungen, Tourette7; s Syndrom und Sucht sind einige der Bedingungen der Behandlung zugänglich durch DBS 10-12. Während DBS Operation FDA zur Behandlung von Parkinson, Dystonie und essentiellem Tremor genehmigt die Verwendung von DBS für die Behandlung von anderen oben genannten Bedingungen sind in verschiedenen Stadien der Labor- und klinischen Studien mit vielversprechend für Patienten 13,14. Klinisch wird DBS Operation in zwei Stufen durchgeführt. Die erste Stufe beinhaltet die chirurgische Positionierung der DBS-Elektroden an der gezielten anatomischen Lage mit einer Kombination aus radiologischen Positionierung, CT, MRT sowie Mikromesswerte für eine verbesserte Präzision. Die zweite Stufe beinhaltet die Implantation eines Impulsgenerators in der oberen Brustkorb des Patienten und die Installation Verlängerungskabel von der Kopfhaut an den Impulsgenerator. Bezogen auf das neurologische Erkrankung, haben mehrere Programmiersysteme für den Pulsgenerator standardisiert und wird verwendet, um die gewünschte Spannung zu liefern. Das Endvolumentage wird stufenweise erreicht, um die besten klinischen Reaktion mit minimaler Spannung 15 zu empfangen. In unseren Studien, im Gegensatz zu den chronischen DBS Implantate klinisch verwendet wird, für die der Einfachheit halber haben wir uns dem Studium eine einmalige Hochfrequenzstimulation (1 Stunde) in unserem Tiermodell zurückgegriffen. Ein Teil der Forschung unserer Gruppe konzentriert sich auf die Untersuchung der Verwendung von DBS Operation bei therapierefraktärer Epilepsie. Die stereotaktische chirurgische Ansätze mit Hochfrequenz-Stimulation wurde von vielen anderen als eine wirksame Möglichkeit, medizinisch refraktärer Epilepsie, die etwa 30% aller Fälle von Epilepsie 10,16,17 bildet Behandlung untersucht. Kleinhirn-Stimulation zur Förderung der kortikalen Oberfläche sowie den tiefen Kleinhirnkerne wurden in der Vergangenheit als Ziele verwendet, um Epilepsie 10,18,19 behandeln. Darüber hinaus hat Hippocampus Stimulation auch versucht worden, aber mit unterschiedlichen Ergebnissen 20,21. Einige der anderen untersuchtenDBS Ziele für Epilepsie sind die Großhirnrinde, Thalamus, Nucleus subthalamicus und Vagusnerv 8. Im Anschluss an die Ergebnisse mehrerer Studien in den letzten Jahren, die vordere Thalamuskern (ATN) hat als die häufigste DBS Ziel für Epilepsie-Behandlung 10,22 entstanden. Gestützt auf das Wissen über neuroanatomische Schaltung und Erkenntnisse aus Tiermodellen haben verschiedene Studien über die therapeutische Wirkung die tiefe Hirnstimulation der ATN bei der Behandlung von Epilepsie 23-26 konzentriert. Das ATN ist Teil des limbischen Kreis und ist in der Region des Gehirns, die Anfallshäufigkeit betrifft entfernt. Studien von Hamani et al., Haben die Wirksamkeit von ATN-DBS in einer Pilocarpin induzierten Epilepsie-Modell getestet und festgestellt, dass die bilateralen ATN Stimulation verlängerte Latenzen für Pilocarpin-induzierten Krampfanfällen und Status epilepticus 24. Darüber hinaus wurde Hochfrequenzstimulation des ATN gefunden Anfallsfrequenz in einem Pentylentetrazol (PTZ) Modell ep reduzierenilepsy 25,27-29. Lee et al., Haben eine mittlere Reduktion der Anfallshäufigkeit um etwa 75% auf chronische tiefe Hirnstimulation des ATN bei der Behandlung von refraktären partiellen Epilepsie 30 ausgewiesen. Eine neue klinische Studie zur Behandlung refraktärer Epilepsie hat vielversprechende Ergebnisse nach DBS Operation Ausrichtung der vorderen Thalamuskern (ATN) 22 gezeigt. Eine multizentrische randomisierte Studie mit 110 Patienten, die bilaterale DBS des ATN zur Behandlung refraktärer Epilepsie (SANTE-Studie) zeigte einen Rückgang der Anfallshäufigkeit um etwa 40% 31. Die Ergebnisse aus dieser Studie deutete auch auf eine verzögerte optimale Antiepileptikum Wirkung 2-3 Monate nach der Operation beobachtet. Weitere Studien von Toda et al., Mit diesen Ergebnissen untermauert, wo sie gezeigt, Neurogenese geschieht zu einem späteren Zeitpunkt nach der DBS (Tage 3-5) im Tiermodell ein. Zusätzlich Encinas et al., Haben hippocampalen neurogene gemeldetsis in der erwachsenen Maus Gyrus dentatus nach hochfrequente Stimulation des ATN 32. Frühere Studien 33-35 haben sinkende Neurogenese in bestimmten Fällen epileptischen wie chronische Temporallappen-Epilepsie und eine Assoziation mit Lerndefiziten, Gedächtnisstörungen und spontan wiederkehrenden Motorkrampfanfälle berichtet. Weiterhin gab es eine Verringerung in der neuralen Stammzellvorläufer Faktoren wie FGF2 und IGF-1 in der chronisch epileptischen Hippocampus im Tiermodell 33. In Anbetracht dessen, interventionelle Strategien wie DBS, die eine Steigerung der Neurogenese im Gyrus dentatus zeigen, sind spannende Möglichkeiten für die Forschung. Diese Ergebnisse haben uns ermutigt, weiter tief in den zugrunde liegenden Mechanismus der Neurogenese nach DBS Behandlung für Epilepsie zu erkunden. Wir haben die ATN sowohl einseitig ausgerichtet (Daten nicht angegeben) als auch auf bilateraler Ebene (in repräsentative Ergebnisse) und gesehen erhöht Neurotrophin (BDNF) Ausdruck in den Ratten Gyrus dentatus. Unsere current Hypothese ist, dass die BDNF-Expression initiiert eine Genexpression Kaskade, in der Neurogenese gipfelt, die dem anti-epileptische Wirkung DBS Operation übersetzt. In diesem Artikel präsentieren wir unsere Methoden zur DBS Operation gezielt den ATN bei Ratten, gefolgt von Genexpressionsanalyse als attraktiver Ansatz, um die zugrunde liegende Mechanismus die Vorteile des DBS zu studieren.

<table><tbody><tr><td>Deep Brain Stimulation Surgery</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereotactic frame</td><td>Kopf Instruments</td><td>Model 900</td><td></td></tr><tr><td>Drill&amp;nbsp;</td><td>Dremmel</td><td>7700, 7.2 V</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>BD</td><td>372610</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-803-6637</td><td>Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-808-1947</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-850-2280</td><td>Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules</td></tr><tr><td>Surgical staples</td><td>ConMed Corporation</td><td>8035</td><td></td></tr><tr><td>Sutures (3-0)&amp;nbsp;</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-3333</td><td></td></tr><tr><td>Syringe (1 ml, 29 1/2 G)</td><td>BD</td><td>329464</td><td>Sterile, use for Anesthesia administration intraperitoneally</td></tr><tr><td>Syringe (3 ml, 25 G)</td><td>BD</td><td>309570</td><td>Sterile, use for Analgesia administration subcutaneously</td></tr><tr><td>Needles</td><td>BD</td><td>305761</td><td>Sterile, use for clearing broken bone pieces from the burr holes</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25309B</td><td>Use for general sterilization&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Eye Lubricant</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-898-350</td><td></td></tr><tr><td>Stimulator</td><td>Medtronic</td><td>Model 3628</td><td></td></tr><tr><td>DBS electrodes</td><td>Rhodes Medical Instruments, CA</td><td>SNEX100x-100 mm</td><td>Electrodes are platinum, concentric and bipolar</td></tr><tr><td>Betadine (Povidone-Iodine)&amp;nbsp;</td><td>PDI</td><td>S23125</td><td>Single use swabsticks, use for sterilizing the scalp before making incision&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;Brain Dissection and Hippocampal tissue isolation</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acrylic Rodent Brain Matrix</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>175-300</td><td>www.emsdiasum.com</td></tr><tr><td>Razor Blade</td><td>V W R</td><td>55411-050</td><td></td></tr><tr><td>Guillotine Scissors</td><td>Clauss</td><td>18039</td><td>For decapitation, make sure these scissors are maintained in clean and working condition</td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Codman Classic</td><td>34-4098</td><td>Use for removing the brain from the skull</td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72957-06</td><td>Use for removing the brain from the skull and for handling during dissection</td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline&amp;nbsp;</td><td>Boston Bioproducts</td><td>BM-220</td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;RNA Extraction and cDNA Preparation</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tri Reagent</td><td>Sigma</td><td>T9424</td><td>Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin</td></tr><tr><td>Syringe (3 ml, 25 G)</td><td>BD</td><td>309570</td><td>Use for tissue homogenization</td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1145-1</td><td>Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin</td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A416-1</td><td></td></tr><tr><td>Glycogen</td><td>Thermo Scientific</td><td>R0561</td><td></td></tr><tr><td>Dnase I Kit</td><td>Ambion</td><td>AM1906</td><td></td></tr><tr><td>Superscript First Strand Synthesis Kit</td><td>Invitrogen</td><td>11904-018</td><td></td></tr><tr><td>Tabletop Microcentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5415D</td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;Quantitative PCR</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SYBR Green PCR Kit</td><td>Qiagen</td><td>204143</td><td></td></tr><tr><td>Custom Oligos</td><td>Invitrogen</td><td>10668051</td><td></td></tr><tr><td>PCR Plates (96 wells)</td><td>Denville Scientific</td><td>C18080-10</td><td></td></tr><tr><td>Optical Adhesive Sheets</td><td>Thermo Scientific</td><td>AB1170</td><td></td></tr><tr><td>Nuclease free Water</td><td>Thermo Scientific</td><td>SH30538-02</td><td></td></tr><tr><td>Real Time PCR Machine</td><td>Applied Biosystems</td><td>7500</td><td></td></tr></tbody></table>

analysis of gene expression changes in the rat hippocampus after deep brain stimulation of the anterior thalamic nucleus

Tiefen Hirnstimulation (DBS) Chirurgie, die auf die verschiedenen Regionen des Gehirns, wie der Basalganglien, Thalamus und subthalamicus Regionen ist eine wirksame Behandlung für verschiedene Bewegungsstörungen, die ausgefallen sind, um Medikamente reagieren. Die jüngsten Fortschritte auf dem Gebiet der DBS Operation begonnen hat, die Anwendung dieser OP-Technik, um andere Bedingungen so vielfältig wie krankhafte Fettsucht, Depressionen und Zwangsstörungen zu erweitern. Trotz dieser Ausweitung Hinweise, ist nur wenig über die zugrunde liegenden physiologischen Mechanismen, die wohltuende Wirkung des DBS Operation erleichtern bekannt. Ein Ansatz für diese Frage ist es, Genexpressionsanalyse in Neuronen, die elektrische Stimulation erhalten zuführen. Frühere Studien haben gezeigt, daß Neurogenese bei der Ratte Gyrus dentatus wird in DBS ausgelöst Targeting des anterioren Nucleus des Thalamus 1. DBS Operation gezielt den ATN ist weithin für die Behandlung refraktärer Epilepsie eingesetzt. Es ist daher von sehr interest für uns, um die Transkriptionsänderungen durch elektrische Stimulation der ATN induzierte erkunden. In diesem Manuskript beschreiben wir unsere Methoden für die stereotaktisch geführte DBS Operation gezielt den ATN bei erwachsenen männlichen Wistar-Ratten. Wir haben auch die nachfolgenden Schritte für Gewebedissektion, RNA-Isolierung, cDNA-Präparation und quantitative RT-PCR diskutieren zur Messung der Genexpression ändert. Dieses Verfahren könnte angewandt und für die Stimulierung der Basalganglien und andere Regionen des Gehirns allgemein klinisch gezielt modifiziert werden. Die Genexpression Studie hier beschriebenen übernimmt einen Kandidaten Zielgen Ansatz für die Entdeckung der molekularen Spieler, die Regie führen konnte den Mechanismus für die DBS.

Die 1A und 1B zeigen die relative Expression von BDNF und GABRD relativ zum Steuer Gen β-Actin. BDNF ist ein Neurotrophin ist oft mit neuroprotektiven Wirkungen in vielen neuronalen Erkrankungen 38-41 verbunden. Es ist daher interessant, das Expressionsprofil von BDNF in Reaktion auf die Stimulation des ATN das therapeutische Vorteile zu epileptischen Patienten ergibt analysieren. In 1A, die das Genexpressionsprofil von BDNF in den angegebenen Zeitpunkten ze...

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Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus

The mechanism underlying the therapeutic effects of Deep Brain Stimulation (DBS) surgery needs investigation. The methods presented in this manuscript describe an experimental approach to examine the cellular events triggered by DBS by analyzing the gene expression profile of candidate genes that can facilitate neurogenesis post DBS surgery.

Die Analyse der Genexpression Veränderungen im Hippocampus Ratte nach Tiefenhirnstimulation des Anterior Thalamuskern

Deep brain stimulation (DBS) surgery, targeting various regions of the brain such as the basal ganglia, thalamus, and subthalamic regions, is an effective ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.9K Aufrufe.  Brigham & Women's Hospital, Harvard Medical School. The mechanism underlying the therapeutic effects of Deep Brain Stimulation (DBS) surgery needs investigation. The methods presented in this manuscript describe an experimental approach to examine the cellular events triggered by DBS by analyzing the gene expression profile of candidate genes that can facilitate neurogenesis post DBS surgery.

Serie: Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus

Intra-Operative Behavioral Tasks in Awake Humans Undergoing Deep Brain Stimulation Surgery

Deep brain stimulation (DBS) is a surgical procedure that directs chronic, high frequency electrical stimulation to specific targets in the brain through implanted electrodes. Deep brain stimulation was first implemented as a therapeutic modality by Benabid et al. in the late 1980s, when he used this technique to stimulate the ventral intermediate nucleus of the thalamus for the treatment of tremor 1. Currently, the procedure is used to treat patients who fail to respond adequately to medical management for diseases such as Parkinson's, dystonia, and essential tremor. The efficacy of this procedure for the treatment of Parkinson's disease has been demonstrated in well-powered, randomized controlled trials 2. Presently, the U.S. Food and Drug Administration has approved DBS as a treatment for patients with medically refractory essential tremor, Parkinson's disease, and dystonia. Additionally, DBS is currently being evaluated for the treatment of other psychiatric and neurological disorders, such as obsessive compulsive disorder, major depressive disorder, and epilepsy. 
DBS has not only been shown to help people by improving their quality of life, it also provides researchers with the unique opportunity to study and understand the human brain. Microelectrode recordings are routinely performed during DBS surgery in order to enhance the precision of anatomical targeting. Firing patterns of individual neurons can therefore be recorded while the subject performs a behavioral task. Early studies using these data focused on descriptive aspects, including firing and burst rates, and frequency modulation 3. More recent studies have focused on cognitive aspects of behavior in relation to neuronal activity 4,5. This article will provide a description of the intra-operative methods used to perform behavioral tasks and record neuronal data with awake patients during DBS cases. Our exposition of the process of acquiring electrophysiological data will illuminate the current scope and limitations of intra-operative human experiments.

Deep brain stimulation surgery offers a unique opportunity to examine information encoding in the awake human brain. This article will describe intra-operative methods used to perform cognitive and behavioral tasks while simultaneously acquiring physiological data such as EMG, single-unit neuronal activity and/or local field potentials.

Intra-Operative Behavioral Aufgaben in Awake Humans Undergoing Deep Brain Stimulation Chirurgie

Deep brain stimulation (DBS) is a surgical procedure that directs chronic, high frequency electrical stimulation to specific targets in the brain through ...

Forschung

Medizin

Biomarkers in an Animal Model for Revealing Neural, Hematologic, and Behavioral Correlates of PTSD

Identification of biomarkers representing the evolution of the pathophysiology of Post Traumatic Stress Disorder (PTSD) is vitally important, not only for objective diagnosis but also for the evaluation of therapeutic efficacy and resilience to trauma. Ongoing research is directed at identifying molecular biomarkers for PTSD, including traumatic stress induced proteins, transcriptomes, genomic variances and genetic modulators, using biologic samples from subjects' blood, saliva, urine, and postmortem brain tissues. However, the correlation of these biomarker molecules in peripheral or postmortem samples to altered brain functions associated with psychiatric symptoms in PTSD remains unresolved. Here, we present an animal model of PTSD in which both peripheral blood and central brain biomarkers, as well as behavioral phenotype, can be collected and measured, thus providing the needed correlation of the central biomarkers of PTSD, which are mechanistic and pathognomonic but cannot be collected from people, with the peripheral biomarkers and behavioral phenotypes, which can.
Our animal model of PTSD employs restraint and tail shocks repeated for three continuous days - the inescapable tail-shock model (ITS) in rats. This ITS model mimics the pathophysiology of PTSD 17, 7, 4, 10. We and others have verified that the ITS model induces behavioral and neurobiological alterations similar to those found in PTSD subjects 17, 7, 10, 9. Specifically, these stressed rats exhibit (1) a delayed and exaggerated startle response appearing several days after stressor cessation, which given the compressed time scale of the rat's life compared to a humans, corresponds to the one to three months delay of symptoms in PTSD patients (DSM-IV-TR PTSD Criterian D/E 13), (2) enhanced plasma corticosterone (CORT) for several days, indicating compromise of the hypothalamopituitary axis (HPA), and (3) retarded body weight gain after stressor cessation, indicating dysfunction of metabolic regulation.
The experimental paradigms employed for this model are: (1) a learned helplessness paradigm in the rat assayed by measurement of acoustic startle response (ASR) and a charting of body mass; (2) microdissection of the rat brain into regions and nuclei; (3) enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for blood levels of CORT; (4) a gene expression microarray plus related bioinformatics tools 18. This microarray, dubbed rMNChip, focuses on mitochondrial and mitochondria-related nuclear genes in the rat so as to specifically address the neuronal bioenergetics hypothesized to be involved in PTSD.

We describe a rat model of post traumatic stress disorder (PTSD) that reveals the persistent alterations in neuroendocrine function and the delayed long-term, exaggerated fear response, characteristic of PTSD patients. The animal model and methods described here are useful for correlating biomarkers in brain nuclei, which are mechanistic but cannot be measured in patients, with biomarkers in peripheral white blood cells, which can.

Biomarker in einem Tiermodell für die Aufdeckung Neural, hämatologischen und Behavioral Korrelate der PTSD

Identification of biomarkers representing the evolution of the pathophysiology of Post Traumatic Stress Disorder (PTSD) is vitally important, not only for ...

A Novel Approach to Assess Motor Outcome of Deep Brain Stimulation Effects in the Hemiparkinsonian Rat: Staircase and Cylinder Test

Deep brain stimulation of the subthalamic nucleus is an effective treatment option for Parkinson&#39;s disease. In our lab we established a protocol to screen different neurostimulation patterns in hemiparkinsonian (unilateral lesioned) rats. It consists of creating a unilateral Parkinson&#39;s lesion by injecting 6-hydroxydopamine (6-OHDA) into the right medial forebrain bundle, implanting chronic stimulation electrodes into the subthalamic nucleus and evaluating motor outcomes at the end of 24 hr periods of cable-bound external neurostimulation. The stimulation was conducted with constant current stimulation. The amplitude was set 20% below the individual threshold for side effects. The motor outcome evaluation was done by the assessment of spontaneous paw use in the cylinder test according to Shallert and by the assessment of skilled reaching in the staircase test according to Montoya. This protocol describes in detail the training in the staircase box, the cylinder test, as well as the use of both in hemiparkinsonian rats. The use of both tests is necessary, because the staircase test seems to be more sensitive for fine motor skill impairment and exhibits greater sensitivity to change during neurostimulation. The combination of the unilateral Parkinson model and the two behavioral tests allows the assessment of different stimulation parameters in a standardized way.

Deep brain stimulation (DBS) is an effective treatment option for Parkinson's disease. We established a study design to screen novel stimulation paradigms in rats. The protocol describes the use of the staircase test and cylinder test for motor outcome assessment in DBS treated hemiparkinsonian rats.

Ein neuer Ansatz Motor Ergebnis der tiefen Hirnstimulation Effekte in der Hemiparkinsonian Rat zur Bewertung: Treppe und Zylinder-Test

Deep brain stimulation of the subthalamic nucleus is an effective treatment option for Parkinson&#39;s disease. In our lab we established a protocol to ...

Verhalten

Repetitive Transcranial Magnetic Stimulation to the Unilateral Hemisphere of Rat Brain

Previous rodent models of repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) adopted whole-brain stimulation instead of unilateral hemispheric rTMS, which is unlike the protocols used for human subjects. We report a successful application of rTMS to the unilateral hemisphere of rat brain. The rTMS was delivered with a low-frequency (1 Hz), high-frequency (20 Hz), or sham stimulation protocol to one side of the brain by using a small 25-mm figure-8 coil. We placed the center of the coil 1 cm lateral to the vertex on the biauricular line and angulated the coil 45&#176; to the ground to minimize a potential direct effect of rTMS on the contralateral cortex. We also used an in-house water cooling system to enable repetitive magnetic stimulation for more than 20 min, even at a 20-Hz stimulation frequency. Increases in the transcriptions of immediate early genes (Arc, Junb, and Egr2) were greater after rTMS than after sham stimulation. After 5 consecutive days of 20-min 1-Hz rTMS, bdnf mRNA expression was significantly higher in stimulated cortex than in contralateral side. The model presented herein will elucidate the molecular mechanisms of rTMS by allowing analysis of the inter-hemispheric difference in its effect.

We applied repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) to the unilateral hemisphere of rat brain, by placing a 25-mm figure-8 coil 1 cm lateral to the vertex on the biauricular line and angulating the coil by 45&#176;. An in-house water cooling system was used for rTMS for more than 20 min.

Repetitive transkranielle Magnetstimulation auf die Einseitige Hemisphäre von Rattenhirn

Previous rodent models of repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) adopted whole-brain stimulation instead of unilateral hemispheric rTMS, ...

Laser Capture Microdissection of Enriched Populations of Neurons or Single Neurons for Gene Expression Analysis After Traumatic Brain Injury

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that is critical for learning, memory and executive function.1,2 Hence our studies focus on gene expression analysis of specific neuronal populations in distinct subregions of the hippocampus. The technique of laser capture microdissection (LCM), introduced in 1996 by Emmert-Buck, et al.,3 has allowed for significant advances in gene expression analysis of single cells and enriched populations of cells from heterogeneous tissues such as the mammalian brain that contains thousands of functional cell types.4 We use LCM and a well established rat model of traumatic brain injury (TBI) to investigate the molecular mechanisms that underlie the pathogenesis of TBI. Following fluid-percussion TBI, brains are removed at pre-determined times post-injury, immediately frozen on dry ice, and prepared for sectioning in a cryostat. The rat brains can be embedded in OCT and sectioned immediately, or stored several months at -80 &deg;C before sectioning for laser capture microdissection. Additionally, we use LCM to study the effects of TBI on circadian rhythms. For this, we capture neurons from the suprachiasmatic nuclei that contain the master clock of the mammalian brain. Here, we demonstrate the use of LCM to obtain single identified neurons (injured and degenerating, Fluoro-Jade-positive, or uninjured, Fluoro-Jade-negative) and enriched populations of hippocampal neurons for subsequent gene expression analysis by real time PCR and/or whole-genome microarrays. These LCM-enabled studies have revealed that the selective vulnerability of anatomically distinct regions of the rat hippocampus are reflected in the different gene expression profiles of different populations of neurons obtained by LCM from these distinct regions. The results from our single-cell studies, where we compare the transcriptional profiles of dying and adjacent surviving hippocampal neurons, suggest the existence of a cell survival rheostat that regulates cell death and survival after TBI.

We describe how to use laser capture microdissection (LCM) to obtain enriched populations of hippocampal neurons or single neurons from frozen sections of the injured rat brain for subsequent gene expression analysis using quantitative real time PCR and/or whole-genome microarrays.

Laser Capture Mikrodissektion von Angereichert Populationen von Neuronen oder Single Neurons zur Genexpressionsanalyse Nach Traumatic Brain Injury

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that ...

Neurowissenschaften

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

Deep Brain Stimulation mit gleichzeitiger fMRT in Nagetiere

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, dystonia or tremor. DBS is based on the delivery of electrical stimuli to specific deep anatomic structures of the central nervous system. However, the mechanisms underlying the effect of DBS remain enigmatic. This has led to an interest in investigating the impact of DBS in animal models, especially in rats. As DBS is a long-term therapy, research should be focused on molecular-genetic changes of neural circuits that occur several weeks after DBS. Long-term DBS in rats is challenging because the rats move around in their cage, which causes problems in keeping in place the wire leading from the head of the animal to the stimulator. Furthermore, target structures for stimulation in the rat brain are small and therefore electrodes cannot easily be placed at the required position. Thus, a set-up for long-lasting stimulation of rats using platinum/iridium electrodes with an impedance of about 1 M&#937; was developed for this study. An electrode with these specifications allows for not only adequate stimulation but also recording of deep brain structures to identify the target area for DBS. In our set-up, an electrode with a plug for the wire was embedded in dental cement with four anchoring screws secured onto the skull. The wire from the plug to the stimulator was protected by a stainless-steel spring. A swivel was connected to the circuit to prevent the wire from becoming tangled. Overall, this stimulation set-up offers a high degree of free mobility for the rat and enables the head plug, as well as the wire connection between the plug and the stimulator, to retain long-lasting strength.

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Mikroelektroden-geführte Implantation von Elektroden in den Nucleus subthalamicus des Rats für die Langzeit-Tiefe Hirnstimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

An Invasive Method for the Activation of the Mouse Dentate Gyrus by High-frequency Stimulation

Electrical high-frequency stimulation (HFS), using implanted electrodes targeting various brain regions, has been proven as an effective treatment for various neurological and psychiatric disorders. HFS in the deep region of the brain, also named deep-brain stimulation (DBS), is becoming increasingly important in clinical trials. Recent progress in the field of high-frequency DBS (HF-DBS) surgery has begun to spread the possibility of utilizing this invasive technique to other situations, such as treatment for major depression disorder (MDD), obsessive-compulsive disorder (OCD), and so on. 
Despite these expanding indications, the underlying mechanisms of the beneficial effects of HF-DBS remain enigmatic. To address this question, one approach is to use implanted electrodes that sparsely activate distributed subpopulations of neurons by HFS. It has been reported that HFS in the anterior nucleus of the thalamus could be used for the treatment of refractory epilepsy in the clinic. The underlying mechanisms might be related to the increased neurogenesis and altered neuronal activity. Therefore, we are interested in exploring the physiological alterations by the detection of neuronal activity as well as neurogenesis in the mouse dentate gyrus (DG) before and after HFS treatment. 
In this manuscript, we describe methodologies for HFS to target the activation of the DG in mice, directly or indirectly and in an acute or chronic manner. In addition, we describe a detailed protocol for the preparation of brain slices for c-fos and Notch1 immunofluorescent staining to monitor the neuronal activity and signaling activation and for bromodeoxyuridine (BrdU) labeling to determine the neurogenesis after the HF-DBS induction. The activation of the neuronal activity and neurogenesis after the HF-DBS treatment provides direct neurobiological evidence and potential therapeutic benefits. Particularly, this methodology can be modified and applied to target other interested brain regions such as the basal ganglia and subthalamic regions for specific brain disorders in the clinic.

This protocol shows how to set up a reliable HFS method in mice. Neurons throughout the hippocampal dentate gyrus are electrically stimulated by HFS directly and indirectly in vivo. Neuronal activity and molecular signaling are examined by c-fos and Notch1 immunofluorescent staining, respectively; neurogenesis is quantified by bromodeoxyuridine labeling assay.

Eine Invasive Methode zur Aktivierung der Maus Dentate Gyrus durch hochfrequente Stimulation

Electrical high-frequency stimulation (HFS), using implanted electrodes targeting various brain regions, has been proven as an effective treatment for ...

Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for several neuropsychiatric diseases. The biological effects of tDCS are not fully understood, which is in part explained due to the difficulty in obtaining human brain tissue. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode allowing the study of the long-lasting biological effects of tDCS. In this experimental model, tDCS changes the cortical gene expression and offers a prominent contribution to the understanding of the rationale for its therapeutic use.

Transcranial Direct Current Stimulation tDCS in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a therapeutic technique proposed to treat psychiatric diseases. An animal model is essential for understanding the specific biological alterations evoked by tDCS. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode.

Transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS) bei Mäusen

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for ...