We thank Elisha Wood-Charlson, Jackie Mueller, Karen Weynberg, and Kathy Morrow for their help and constructive input on this manuscript. We also thank the crew and captain of the Hanse explorer which provided us with a perfect working environment to conduct large parts of this research. Further we would like to thank the three anonymous reviewers for their time and helpful comments to improve the manuscript. This work was funded by the NSF Dimensions of Biodiversity and PIRE awards DEB-1046413 and OISE/IIA-1243541, respectively, the Gordon and Betty Moore Foundation, Investigator Award 3781, and the CIFAR Integrated Microbial Diversity Fellowship IMB-ROHW-141679, all to FR.

The authors have nothing to disclose.

Die hier vorgestellten Methoden liefert ein Werkzeug, um eine umfassende Bewertung der viralen und mikrobiellen Dynamik in aquatischen Ökosystemen zu generieren. Sie werden gezielt auf die stehend Lager von organischen und anorganischen Ressourcen zur Verfügung zu mikrobiellen Gemeinschaften zu quantifizieren und das Make-up der viralen und mikrobiellen Gemeinschaft zu charakterisieren. Neben der Quantifizierung viraler Fülle und mikrobielle Abundanz und Biomasse, genomische Sequenzinformation verrät ihre Gemeinschaft Struktur und Funktion. Alle Methoden wurden entwickelt oder geändert, um für den Einsatz in Fernfeldpositionen zu ermöglichen. Aber der Mangel an kontrollierten Umgebungs erzeugt inhärent eine Fehlerpotential. Hier diskutieren wir einige Vorbehalte mit jedem der untersuchten Parameter zugeordnet. Neben Potenzial für Kontamination während Probenhandling einige der Parameter auch ergeben Fehlerpotenzial in den analytischen Prozess. Von gelöstem organischem Kohlenstoff Kohlenstoffkontamination während der Probenahme erfolgen (Abtasten abwärts oder in der Nähe eines Bootes oder Taucher), während der Probenvorbereitung (Verschmutzung der Ausrüstung oder unbeabsichtigte Handhabung) und auch während der Lagerung der Probe (in anderen Proben, die organische Gefrier Lösungsmittel / flüchtigen). Die verschiedenen Verschmutzungsquellen Verhalten als wenige Handhabungsschritte wie möglich zu vermeiden, da jede Probe Verlagerung stellt eine zusätzliche Quelle der Verunreinigung. Die Probe sollte nicht in Kontakt mit irgendeinem Einzelteil nicht mit Säure gewaschen oder verbrannt zu bekommen. Schließlich Bezeichnen eines Speicher Gefrierschrank ausschließlich für Proben flüchtige organische Substanzen nicht enthalten, werden die Integrität der Proben bei längerer Lagerung zu gewährleisten. Wenn Proben nicht während einer längeren Reisezeit Versauerung der DOC-Proben mit konzentrierter HCl gefroren aufbewahrt werden (wie beschrieben 38-41) kann eine anwendbare Alternative sein. Um zu überprüfen, die Messgenauigkeit DOC Konsens Referenzmaterialien sollten reg verwendet werdenders während der DOC-Messung läuft. Besonders tiefe Meerwasser (&gt; 2000 m) Referenzen sind wertvoll bei der Beurteilung der Leistung der analytischen Maschine, wie sie in ihrem DOC-Gehalt 42 sehr stabil ist. Particulate Organic Matter Neben der Vermeidung von organischen Kohlenstoffverunreinigung, erfordert POM Probenahme besonders auf die Genauigkeit des gefilterten Volumens zu gewährleisten. Falls die gewählte Volumen von 500 ml sollte für jede mögliche Ursache abweichen dies muss angemerkt, die Menge des POM auf dem Filter zu dem Filtrat von dem es abgeleitet wurde gefangen bezieht. Anorganische Nährstoffe Wie bei organischen Kohlenstoff Probenahme, muss man auf mögliche Nährstoffprobenkontamination durch verschiedene Quellen wie Boote oder Abwassereinleitungen 12 erzeugt bezahlt werden. Filter für organischen Kohlenstoff Probenahme mit einer Nennporengrößen von 0,8 um verwendet werden, können nicht alle mikrobiellen Biomasse und sh ausschließenould daher auf 0,2 &amp; mgr; m-Filter für diesen Filtrationsschritt geändert werden. Ferner stellen Nachweisgrenzen ein Problem mit Nährstoffproben; vor allem in den nährstoffarmen Oberflächenwasser um viele Korallenriff Standorten (zB Cotner et al. 43). Nachweisgrenzen liegen etwa bei 0,1, 0,2 und 0,1 umol / L für Ammonium, Nitrat und Nitrit und ortho-Phosphat jeweils (siehe 36,12,37) Mikroskopie Neben Variationen in der Konzentration von Bildproben-Analyse von Objektträger weiterhin ergibt Fehlerpotential. Zum Beispiel können die Bilder unscharf in einigen Bereichen des Sichtfeldes ist, und in Ausrichtung in anderen. Als eine hochreine Aluminiumoxidmatrixfilters ist eine sehr starre Filtertyp kann jeder Schmutz unter dem Filter bewirken, dass der gesamte Filter auf einen Winkel zum Schlitten sitzen. Als Ergebnis können die Bilder unscharf konsistent in verschiedenen Teilen des Sichtfelds für eine gegebene Filter, wiederunabhängig von Mikroskop Ausrichtung. Remon Filter, wodurch die Unterseite der Filter sauber ist, kann dies zu verbessern, wenn sie beobachtet wird. Auch in einigen Fällen kann es zwei Brennebenen, in denen Viren und Mikroben gefunden werden. Dies ist das Ergebnis von gefärbten Gegenständen Ablösen von dem Filter bei der Montage und Aufschwimmen an der Unterseite des Deckglases, das zählt unzuverlässig machen kann. Daher ist es immer empfehlenswert, um die Qualität der Proben während des Prozesses zu überprüfen. Durchflusszytometrie Wie bei den Mikroskopie Proben kann es natürlich vorkommen Unterschiede zwischen Durchflusszytometrie Proben, die Anpassungen des analytischen Prozesses erforderlich. Zum Beispiel, abhängig von der Empfindlichkeit des Geräts, schwach fluoreszierende Prochlorococcus Zellen unterhalb des Rauschpegels sein und nicht quantifizierbar. Perlen dienen als interne Probenkontrolle (zB, um zu bestätigen, dass bzw. des InstrumentsOnse um Fluoreszenzsignale ist konsistent von Tag zu Tag (und bleibt während des Laufs selbst stabil). Wenn der Probe mit bekannter Konzentration zugesetzt wird, kann sie auch als eine interne Kontrolle, das Probenvolumen Lauf überprüfen zu dienen. Es wird jedoch empfohlen, immer ein Aliquot eines zuvor eingefroren &quot;Standard&quot; Meer Probe aufgetaut ist und zusammen mit den Proben von Interesse angefärbt, um eine zusätzliche Steuerung für biologische Probenhandhabungs zwischen 96-Well-Platte laufen Läufen bereitzustellen. Je nach Lage kann Seewasser Proben sehr unterschiedlich voneinander aussehen. Sortierung &quot;Vertreter&quot; der Bevölkerung und dann die Anzeige unter einem Epifluoreszenzmikroskop (EM) kann ein guter Weg, um Phytoplanktonpopulationen entweder Synechococcus sp. Oder photosynthetischen Eukaryoten schnell überprüfen. Prochlorococcus Zellen sind in der Regel nicht sichtbar unter EM, weil sie zu schnell verblassen. Neben einem, Synechococcus sp Chlorophyll. Den ph enthalten auchotopigment phycoeurythrin (PE), die Licht mit kürzeren Wellenlängen (540-630 nm) als Chlorophyll A (660-700 nm) emittiert. Wenn Synechococcus Zellen mit blau / grünes Licht (470-490 nm) angeregt wird, werden sie golden erscheinen, wenn unter einem Emissionsfilter, die alle Wellenlängen des Lichts unterhalb 510 nm beseitigt angesehen. Im Vergleich dazu wird die eukaryotische Fraktion rot aussehen, wenn sie mit der gleichen Wellenlänge von Licht angeregt. Viral Metagenomics Es ist wichtig zu beachten, dass der Prozess der VLP-Konzentration und Lagerung beeinflußt die Gemeinschaft gewonnen. Viruspartikelverlust bei jedem Schritt in dem Verfahren auftreten, und somit kann die Auswahl von Virusreinigung und Anreicherungsprotokolle letztlich auf die beobachtete taxonomische Zusammensetzung und Vielfalt der resultierenden viralen metagenomes 44,45,18. Konzentration der Proben kann mit TFF 19 oder chemischer Basis Ausflockung 20 erfolgen. In der chemisch-basierten Ansatz, postulierenhungsweise geladenen Eisenionen binden die natürlich negativ geladenen Viruspartikel bilden große (&gt; 8 um) Eisenvirale Komplexe, die aus der Lösung ausflocken und kann mit 8 um Filter zurückgewonnen werden. Anschließend wird das Eisen von den Viruspartikeln chelatisiert und wieder gelöst unter Verwendung von Magnesium, Ascorbinsäure und EDTA, so konzentrierten viralen Partikel für die Nukleinsäureextraktion 20. Nach dem Vergleich dieser beiden gängigen Methoden schlossen wir, dass das Eisenchlorid-Verfahren ist weniger zeitaufwendig als TFF Viruskonzentration, kann jedoch einige Einschränkungen ergeben. Wir fanden, dass Dissoziation und Auflösung des Eisenvirale erfordert eine Zwei-fach konzentrierter Magnesium-Ascorbinsäure-EDTA-Lösung als berichtet 20, um zur Auflösung vor den Ascorbinsäure verschlechtert fortzufahren. Abgesehen von diesem Problem, reinigt das Protokoll Viruspartikel nach Größen Fraktionierung allein Entfernen mikrobiellen Verunreinigungen unter Verwendung von 0,2 &amp; mgr; m-Filtration. Große Viren nicht durch die filt gebenER (zB Yang et al. 46) und wird daher nicht in der Metagenom nachgewiesen werden, während einige Bakterien zu tun (McDole, unveröffentlichte Daten). Dies führt zu bakterieller Kontamination während diskriminieren große Viren. Das spezifische Problem aber ist auch zur Entfernung von Mikroben im Zusammenhang mit TFF Konzentration relevant. Da die Chloroformbehandlung wurde gezeigt, Chloroform empfindlichen Viren mit Lipidmembranen Außen 47 zu entfernen einige Studien darauf hin, dass 0,22 &amp; mgr; m Filtration kann verwendet werden, um den Großteil der Bakterien zu entfernen. Es sollte auch beachtet werden, dass das vorgestellte Verfahren zielt vor allem auf Bakteriophagen, die am häufigsten vorkommende Träger des genetischen Materials in Meeresumgebungen werden. Weil Phagen werden in der Regel dachte nicht zu häufig enthalten Lipide 48 sie widerstandsfähiger gegen Chloroform-Behandlung sind. Nach unserem Wissen eine &quot;catch-all&quot; Methode nicht auf dem neuesten Stand existieren. Das hier vorgestellte Verfahren ist aus ou angepasstr Felderfahrung in den letzten 10 Jahren in verschiedenen Meeresumwelt Spanning tropisch bis arktisch-Systeme. Mikrobielle Metagenomics Die Konstruktion von Metagenombanken für Mikroben (dh Bakterien und Archaea) einfacher ist als das virale metagenomes da es einfacher ist, die minimale DNA-Konzentration für Bibliotheksvorbereitung zu erzeugen. Linker Verstärkungs shotgun Bibliotheken (LASLs) 17,49,50 und Amplifikation des gesamten Genoms anhand mehrerer Displacement Amplifikation (MDA) sind die beiden am häufigsten verwendeten Verfahren, um eine ausreichende DNA für die Sequenzierung zu erzeugen. Die Verwendung von MDA, höhere DNA-Konzentrationen in mikrobiellen metagenomes erhalten, ist es manchmal notwendig. Dies kann jedoch Artefakte in den Sequenzdaten, wie etwa die Übersteuerung von Dinoflagellaten Miniringe verursachen. MDA Verfahren sind bekannt, um vorzugsweise zu verstärken einzelsträngige DNA und Kreis, was zu nicht-quantitative Ergebnisse 51,52. Die optimierten LASLs Ansatz 50 kann daher als bessere Alternative Verstärken sowohl mikrobieller und viraler DNA zur Sequenzierung metagenomic dient. Es ist wichtig zu beachten, dass die LASLs Ansatz hat mehrere Schritte erfordert anspruchsvolle Ausstattung, und ist an dsDNA Vorlagen beschränkt. Ferner ist die Gewebe DNA-Extraktions-Kits wurde gezeigt, dass DNA sowohl von Gram-positiven und Gram-negativen Stämmen extrahiert, aber es wurde nicht überprüft, um effektiv lysieren widerspenstigen mikrobiellen Taxa und ihre zugehörigen Strukturen wurden (zB bestimmte Archaea, Endosporen oder Pilzsporen) . Daher kann eine Perle Schlagen Schritt notwendig sein, DNA von bestimmten Mikroben erhalten. Diese umfassende Bewertung wird in einem besseren Verständnis der viralen und mikrobiellen Ökosystemfunktionen führen. Obwohl nur wenige Studien haben die Anstrengung, alle vorgeschlagenen Parameter einschätzen zu, viele wurden untersucht ausgewählte. Nelson et al. 53 vorgeschlagen, eine Verbindung zween spezifischen Riffhabitaten und Abreicherungen in beiden DOC und Bakterioplankton Konzentrationen relativ zu küstennahen Gewässern. Diese Konzentrationsänderungen wurden durch deutliche Differenzierungen Bakterioplankton Gemeinden begleitet. Dinsdale et al. 5 gezeigt, dass erhöhte anthropogenen Auswirkungen durch 10x höhere Häufigkeiten von Mikrobenzellen und virusähnlicher Partikel beigefügt. Mikrobiellen Gemeinschaften in Meeresgewässern umliegenden bewohnten Inseln hatte auch größere Fraktionen heterotrophs und potenzielle Krankheitserreger 5. Schließlich McDole et al. 4 zeigte, durch die Einführung des microbialization Score, dass menschliche Aktivitäten verlagern sich Energie auf die Mikroben, auf Kosten der macrobes. Diese Studien, zu speziellen mikrobiellen und Wasserchemie Parameter konzentriert, liefern neue Einblicke in die biochemische Struktur der marinen Ökosysteme. Die Kombination traditioneller Datenüberwachungs Ökosystem Bemühungen - wie Temperatur und pH-Werte, Fischbiomasse und diversity, benthische Abdeckung oder Exposition gegenüber menschlichen Einfluss - mit Wasserchemie und mikrobielle Assessments, wird wahrscheinlich in empfindlicher Umweltüberwachung Anstrengungen, die zu mehr gezielte Schutzbemühungen führen kann führen.

Meeresökosysteme sind auf ein breites Spektrum von Störungen, die in Veränderungen von Nährstoffverfügbarkeit auf die Biomasse des Topraeuber führen ausgesetzt. Im Laufe des letzten Jahrzehnts haben mehrere Studien die Bedeutung der mikrobiellen Gemeinschaften in marinen Ökosystemen 4.1 demonstriert. Es ist offensichtlich, dass Veränderungen in der bakteriellen und viralen Gemeinschaft sind eng mit der allgemeinen Verschlechterung der Meeresumwelt 5 verbunden. Diese Veränderungen können durch veränderte geochemischen in der Wassersäule, wie die Verfügbarkeit von Sauerstoff oder Kohlenstoff Remineralisierung 6,7 erleichtert. Als Folge der Wechselwirkung zwischen dem Makroorganismen, Wasserchemie und mikrobielle Aktivität Rückkopplungsschleifen können die Rate der Verschlechterung des Ökosystems 8 beschleunigen. In den 1970er und 80er Jahren wurden mehrere Versuche unternommen, um Stoffkreisläufe in marinen Ökosystemen 9-11 entwirren. Eine der größten Herausforderungen für diese frühen Studien war der Mangelstandardisierter Ansätze, die beurteilt biogeochemische Parameter zu messen. Zwar gab es Protokolle zur Verfügung, vor allem auf Meerwasser Nährstoffe 12,13 wurden die Bewertung der Kohlenstoffdynamik und der mikrobiellen Gemeinschaftsstruktur durch die Werkzeuge und Methoden zur Verfügung beschränkt. Mit der JGOFS EQPac Methoden Vergleich Sharp et al. 14 vorgeschlagen, zum ersten Mal eine zuverlässige und standardisierten Protokoll für gelöste organische Kohlenstoff (DOC) Konzentration Abschätzungen. Durch den frühen 2000er Jahren die analytischen Herausforderungen zur Verfügung stehenden Ressourcen der mikrobiellen Gemeinschaft war damit weitgehend gelöst zu bestimmen und Ansätze zur mikrobiellen Gemeinschaften in kontrollierten Kulturumgebungen charakterisieren gegründet worden war (siehe DeLong 15). Die traditionellen Sequenzierungsverfahren zu diesem Zeitpunkt weitgehend verließ sich auf kultivierte klonalen Kulturen. Frühumwelt Gen-Sequenzierung von natürlichen Proben zeigten jedoch, dass die Mehrheit der mikrobiellen biologischen Vielfalt war von cultiv verpasst wordenation-basierte Methoden 16. Im Jahr 2002 Breitbart et al. 17 verwendet Shotgun-Sequenzierung zum ersten Mal, um die virale Community im Umweltseewasserproben zur Festlegung eines Verfahrens, das gesamte Genom von unkultivierten Meeres viralen Gemeinden sequenzieren zu beschreiben. Innerhalb der bestehenden mikrobiellen Assessments, bleiben Viren besonders untersuchte, wie die meisten schwierig zu kultivieren sind und es fehlt ein universell konservierten Marker wie die 16S ribosomale RNA (rRNA) Gene in der Regel für die Beurteilung der Vielfalt und Gemeinschaft Profilierung eingesetzt. Die metagenomic Sequenzierung Ansatz bietet eine Alternative zur Kultur abhängig und Gen-Targeting Verfahren zur Analyse komplexer viraler Gemeinden. Während die ersten viralen Metagenomen aus Meerwasser erzeugt wurden mittels Sanger-Sequenzierung 17 sequenziert, hat die Entwicklung der nächsten Generation Sequenzierungstechnologien und verbesserte molekulare Techniken, um einen raschen Anstieg der metagenomische Studien 18 LED </sup&gt;. Die aktuelle Labor-Workflow für die virale Metagenomik beinhaltet die Trennung, Anreicherung und / oder Konzentration von Viruspartikeln, gefolgt von Nukleinsäure (DNA oder RNA) Extraktion, Bibliothek Vorbereitung, und Sequenzierung 19-21. Um das vorhandene Wissen auf die virale, mikrobielle und biochemische Funktion in aquatischen Ökosystemen zu fördern, den Vergleich von Daten-Sets in verschiedenen Systemen auf der ganzen Welt ist unerlässlich. Doch die etablierten Protokollen weitgehend für Nearshore-Umgebungen mit leicht zugänglichen Laboreinrichtungen entwickelt worden. Damit ist der Mangel an standardisierten Feldmethoden behindert diese Quer Ökosystem Vergleiche. Hier stellen wir ausführlich getestet und gut standardisiert Anpassungen aus dem Stand der Technik Forschungsprotokolle für den Einsatz in Fernfeldpositionen. Diese Methoden wurden in mehreren Studien überspannt den letzten zehn Jahren 5,22 bewährt und werden derzeit von verschiedenen Meereslabors auf der NOAA verwendet sowieReef Abschätzung und Monitoring Program (RAMP) in der gesamten pazifischen Ozean 4. Die Probenahmeprotokolle sind Wasser-chemischen Parametern (anorganische und organische Kohlenstoffkonzentrationen, anorganischen Nährstoffkonzentration), virale und mikrobielle Abundanz (direkte Keimzahlen, direkte virale zählt, und Durchflusszytometrie zu autotroph vs heterotroph Kennziffern analysieren) und viralen und mikrobiellen Gemeinschaftsstruktur und Stoffwechselpotenzial durch Metagenom-Analyse (für eine Übersicht siehe Abbildung 1). Die aus den hier beschriebenen Methoden erhaltenen Ergebnisse sind, um die Schlüssel biogeochemischen Hintergrund Parameter benötigt, um umfassend zu charakterisieren aquatischen Ökosystemen aufzuklären erforderlich.

<table><tbody><tr><td>Niskin collection and processing units (Hatay Niskins)</td><td></td><td></td><td>&lt;strong&gt;Figure 1&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Filtration setup</td><td></td><td></td><td>&lt;strong&gt;Figure 1&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>32-36% Hydrochloric acid (HCl)</td><td>Fisher Sci</td><td>A508-212</td><td></td></tr><tr><td>High-density polyethylene (HDPE) container</td><td></td><td></td><td>&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, 5 Gallon HDPE UN Certified Pail with Snap-On Lid</td></tr><tr><td>Combustion oven (550 &amp;deg;C)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>60 ml HDPE vials&amp;nbsp;</td><td>Fisher Sci</td><td>02-896-2B</td><td></td></tr><tr><td>25 mm GF/F filter</td><td>Fisher Sci</td><td>09-874-64</td><td></td></tr><tr><td>Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fisher Sci</td><td>XX62-000-06</td><td></td></tr><tr><td>Sterile, non-powdered gloves</td><td>Fisher Sci</td><td>19-170-010B</td><td></td></tr><tr><td>Bilge pump&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Thirsty Mate 124PF</td></tr><tr><td>20 L collapsible low-density polyethylene carboy</td><td></td><td></td><td>&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Reliance Fold A Carrier II</td></tr><tr><td>Tangential flow filter (TFF) ultrafiltration hollow fiber cartridges</td><td>Amersham</td><td>CFP-2-E-9A</td><td></td></tr><tr><td>Platinum-cured silicon tubing for TFF</td><td>Cole Parmer</td><td>96440-82</td><td></td></tr><tr><td>Hose clamps</td><td>Cole Parmer</td><td>P-68007-23</td><td></td></tr><tr><td>Peristaltic pump</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-77410-10</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydroxide (NaOH) solution</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>21162</td><td></td></tr><tr><td>0.2 &amp;micro;m Polycarbonate track-etched membrane filter</td><td>Fisher Sci</td><td>09-300-61</td><td></td></tr><tr><td>8.0 &amp;micro;m Polycarbonate track-etched membrane filter</td><td>Fisher Sci</td><td>09-300-57</td><td></td></tr><tr><td>0.22 &amp;micro;m Polyvinylidene difluoride cylindrical filter</td><td>Fisher Sci</td><td>SVGP01050</td><td></td></tr><tr><td>0.45 &amp;micro;m Polyvinylidene difluoride cylindrical filter</td><td>Fisher Sci</td><td>SVHV010RS</td><td></td></tr><tr><td>Synthetic nylon mesh</td><td>Sefar</td><td>03-125-37</td><td></td></tr><tr><td>20 ml Plastic scintillation bottle</td><td>Fisher Sci</td><td>03-341-72C</td><td></td></tr><tr><td>Clean bucket (10-20 L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>32% Paraformaldehyde</td><td>Electron Microscopy Science</td><td>15714</td><td></td></tr><tr><td>25% Glutaraldehyde</td><td>Electron Microscopy Science</td><td>16220</td><td></td></tr><tr><td>Liquid nitrogen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.02 &amp;micro;m High-purity alumina matrix filter with annular polypropylene support ring&amp;nbsp;</td><td>Fisher Sci</td><td>6809-6002</td><td></td></tr><tr><td>0.2 &amp;micro;m High-purity alumina matrix filter with annular polypropylene support ring</td><td>Fisher Sci</td><td>6809-6022</td><td></td></tr><tr><td>10,000x SYBR Gold nucleic acid stain</td><td>Invitrogen</td><td>S11494</td><td></td></tr><tr><td>DAPI solution 25 &amp;micro;g/ml</td><td>Invitrogen</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Molecular grade water</td><td>sigma aldrich</td><td>W-4502</td><td></td></tr><tr><td>Ascorbic acid</td><td>Fisher Sci</td><td>BP351-500</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline (PBS)</td><td>Fisher Sci</td><td>BP399-500</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Fisher Sci</td><td>G31-500</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slide</td><td>Fisher Sci</td><td>12-550-123</td><td></td></tr><tr><td>Coverslip</td><td>Fisher Sci</td><td>12-548-5M</td><td></td></tr><tr><td>Delicate task wipe&amp;nbsp;</td><td>Fisher Sci</td><td>06-666A</td><td></td></tr><tr><td>Slide station with vacuum pump</td><td></td><td></td><td>&lt;strong&gt;Figure 3&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>DNA extraction kit</td><td>Macherey-Nagel</td><td>740952.1</td><td>Nucleospin tissue kit</td></tr><tr><td>Proteinase K (20 mg/ml)</td><td>Lifetechnologies</td><td>AM2546</td><td></td></tr><tr><td>200-proof Ethanol</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15058</td><td></td></tr><tr><td>Red cap: Male Luer with Lock Ring x Female Luer Coupler&amp;nbsp;</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-45503-88</td><td></td></tr><tr><td>Cesium chloride (CsCl)</td><td>Fisher Sci</td><td>bp1595-500</td><td></td></tr><tr><td>60 ml Syringe</td><td>Fisher Sci</td><td>13-6898</td><td></td></tr><tr><td>0.02 &amp;micro;m Alumina matrix disposable syringe filter</td><td>Fisher Sci</td><td>O992613</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-clear centrifuge tubes</td><td>Beckman Coulter</td><td>344059</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-swinging bucket rotor</td><td>Beckman Coulter</td><td>333790</td><td>SW41 Ti Rotor&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>DNase I (100 units/&amp;micro;l)</td><td>Calbiochem</td><td>260913</td><td></td></tr><tr><td>0.5 M EDTA</td><td>Fisher Sci</td><td>BP2482-500</td><td></td></tr><tr><td>Formamide</td><td>Fisher Sci</td><td>BP228-100</td><td></td></tr><tr><td>Glycogen</td><td>sigma aldrich</td><td>G-1767</td><td></td></tr><tr><td>1x Tris-EDTA (TE) pH 8.0</td><td>Fisher Sci</td><td>BP2473-500</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Dodecyl Sulfate (SDS)</td><td>Fisher Sci</td><td>02674-25</td><td></td></tr><tr><td>20 &amp;mu;g/ml Proteinase K</td><td>Fisher Sci</td><td>BP1700-500</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Fisher Sci</td><td>BP1145-1</td><td></td></tr><tr><td>Phenol:Chloroform:Isoamyl alcohol 25:24:1</td><td>sigma aldrich</td><td>p3803</td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Fisher Sci</td><td>BP2618-500</td><td></td></tr><tr><td>50 ml Oak Ridge tube</td><td>Fisher Sci</td><td>05-562-16B</td><td></td></tr></tbody></table>

unraveling the unseen players in the ocean - a field guide to water chemistry and marine microbiology

Hier stellen wir eine Reihe von sorgfältig getestet und gut standardisierte Forschung Protokolle für den Einsatz in abgelegenen Meeresumgebungen angepasst. Die Probenahmeprotokolle umfassen die Beurteilung der zur Verfügung stehenden Ressourcen der mikrobiellen Gemeinschaft (gelöster organischer Kohlenstoff, partikulären organischen Substanz, anorganische Nährstoffe) und eine umfassende Beschreibung der viralen und bakteriellen Gemeinschaften (über direkte virale und Keimzahlen, Aufzählung autofluoreszierenden Mikroben und Bau von viralen und mikrobiellen Metagenomen). Wir verwenden eine Kombination von Verfahren, die eine dispergierte Gebiet der wissenschaftlichen Disziplinen umfasst bereits etablierten Protokollen und einige der neuesten Techniken entwickelt darzustellen. Besonders metagenomische Sequenzierungstechniken für virale und bakterielle Gemeinschaft Charakterisierung verwendet, haben erst in den letzten Jahren etabliert und werden daher noch zu ständigen Verbesserung unterzogen. Dies hat zu einer Vielzahl von Probennahme und Probenverarbeitung Verfahren curren führtently in Gebrauch. Der Satz von hier vorgestellten Methoden bietet eine aktuelle Ansatz zu sammeln und zu verarbeiten Umweltproben. Parameter mit diesen Protokollen angesprochen ergeben das Minimum auf wesentliche Informationen zu charakterisieren und zu verstehen, die zugrunde liegenden Mechanismen der viralen und mikrobiellen Gemeinschaft Dynamik. Es gibt einfach zu Richtlinien, umfassende Umfragen durchzuführen, folgen und diskutiert kritische Schritte und mögliche Vorbehalte relevant für jede Technik.

Mikroskopie Mikroskopie Proben können und sollten sofort untersucht werden, um sicherzustellen, dass sie in der gewünschten Qualität sind. Um Fülle und Größenverteilung der Bakteriengemeinschaft zu messen, wird DAPI gleitet durch Epifluoreszenzmikroskopie untersucht werden (Anregung / Emission: 358/461 nm, siehe McDole et al 2012). (6A). Zellzahlen und Abmessungen können mit Bildbearbeitungssoftware (zB ImagePro oder ImageJ) gesammelt werden. Aus Länge und Breite Zellvolumen (V) werden, indem die Annahme, dass alle Zellen, die die Form von Zylindern mit halbkugelförmigen Kappen Verwendung der folgenden Gleichung abgeleitet sind: V = π / 4 × B 2 (L - w / 3) wobei L die Länge und die Breite w ist jeder Zelle 23,4. Mikrobielle Biomasse kann dann mit vorher festgelegten größenabhängigen Beziehungen fo geschätzt werdenr marine mikrobielle Gemeinschaften 24. Generell marinen Bakterien haben eine Länge von 0,1 bis 4 um, sondern gehen bis ~ 8 um in einigen Orten. Während die Filter (0,2 um) mit DAPI gefärbt wird nur Bakterien zeigen, die für die SYBR Gold-Färbung (0,02 um) verwendeten Filter enthalten Bakterien und Viren. Messen der Häufigkeit von Viren nach dem gleichen Protokoll wie für Mikroben jedoch eine Anregung 325-375 nm verwendet werden und das Emissionsmaximum liegt bei 537 nm (Abbildung 6B). Um quantitative Daten zu erzeugen, muss die Probenmenge in Abhängigkeit von der viralen Hülle und Fülle in der ursprünglichen Probe angepasst werden. Die richtige Lautstärke zu filtern wird am besten empirisch für eine bestimmte Wasserkörper bestimmt. Beispiele von Mikroaufnahmen enthaltenden Proben mit unterschiedlichen Viruskonzentrationen sind in Figur 7 dargestellt. Ergebnisse aus früheren Studien legen nahe, dass Virus MicrobeVerhältnisse (VMR) reichen im Allgemeinen von 1 bis 50 in aquatischen Systemen 25-29, und in zwischen 3 und 20, mit einem Durchschnitt von etwa 6 in Korallenriffsystemen (Knowles unveröffentlichte Daten). Durchflusszytometrie Zusätzlich zu den direkten zählt und Größenabschätzung der mikrobiellen Gemeinschaft können Einschätzungen des Verhältnisses von autotrophen zu heterotrophen Mikroben über Durchflusszytometrie weiter von den gesammelten Proben extrahiert werden (beispielhafte Durchflusszytometrie in Abbildung 8 angegebenen Ausgang). Um die Anzahl der Gesamtbakterienzellen zu bestimmen, werden Proben mit SYBR Green I gefärbt und eine Photovervielfacherröhre mit einer 530/30 Bandpass-Filter wird zur Detektion verwendet. Ein Kanal für Chlorophyll (Rücken an Rücken LP Spiegel, was zu einer Reihe von 675 bis 735 nm) und Phycoerythrin (585/42 Bandpassfilter) wird verwendet, um die Fülle der autotrophs in ungefärbten Proben zählen. Um die Fülle der heterotrophen Mikroben, die autotrophen zählt von dem nicht festzustellen,Bunt Teil werden dann aus dem SYBR-gefärbten Gesamtkeimzahl (McDole et al. eingereicht) subtrahiert. Viral Metagenomics Viral Metagenomik nutzt eine kulturunabhängige molekular Ansatz zur viralen Ökologie, mit der gesamten genomischen Sequenzinformation zur Gemeinschaft Struktur und Funktion zu bestimmen. Metagenomics wurde Erweiterung der Kenntnisse über die Komplexität und Vielfalt der viralen Gemeinden auf lokaler 17 bis globaler Ebene 30. Die jüngste Entwicklung einer breiten Palette von bioinformatischen Tools für die Analyse von viralen metagenomische Daten Rechenengpässe verringert, so dass für eine umfassendere Sicht der der virosphere durch die Linse der Metagenomik. Die hier vorgestellten Methoden markieren die Isolierung und Anreicherung von Viruspartikeln aus Meerwasser unter Verwendung einer Kombination aus Vorfiltration mit großer Porengröße Nylon Netz um Schmutz und Zellmaterial zu entfernen, KonzentrationProben mit TFF (Figur 3) und eine anschließende Filtration 0,45 um zu größeren Zellen zu entfernen. Dieses Verfahren erzeugt etwa eine 100x konzentrierte Probe (5B-5E), die uns an nachgelagerte Prozesse in kleineren Volumina durchführen können. Um das Wachstum der verbleibenden mikrobiellen Zellen in der viralen Lysat zu verhindern und daher Änderungen in der viralen Hülle und Fülle der Probe während der langen Laufzeit zwischen Bodenstation und Labor wird oft Chloroform bis zu einer Endkonzentration von 2% für die Lagerung gegeben. Nach der Isolierung und Reinigung von VLPs, Epifluoreszenzmikroskopie mit Nukleinsäure-Farbstoffe, wie SYBR Gold werden verwendet, um das Vorhandensein und die Reinheit der Viruspartikel (5B-5E) zu verifizieren. Hier präsentieren wir zwei virale Metagenomen aus der südlichen Linie Insel Korallenriff, gesagt, die Starbuck (STAR7) und Millennium (CAR9; zuvor als Caroline bekannt) Inseln. Ein Gesamtvolumen von 120 L sample Wasser wurde von jedem Standort in einer Tiefe von 10 Metern erfasst und verarbeitet werden, wie in Kapitel 3.7 und 5.2 beschrieben. Die aus dem Cäsiumchlorid-Gradienten-Zentrifugation gereinigt VLPs wurden 3,3 x 10 8 Teilchen / ml für CAR9 (5D) und 2,9 x 10 9 Partikel pro ml für STAR7, wie nach dem in Absatz 4 (5B) beschriebenen Verfahren überprüft. Die Gesamtmenge der DNA aus diesen Proben isoliert wurden, wurden etwa 400 ng, bezogen auf das Nanodrop Messung. DNA wurde mit Phi29 Polymerase amplifiziert und durch die Environmental Genomics Core Facility in 2011 sequenziert Die Eigenschaften der Sequenzdaten ist in Tabelle 1 dargestellt. Basierend auf Ähnlichkeitssuchen mit bestehenden Datenbanken, die Mehrheit (&gt; 70%) der Sequenzen oft landeten uncharakterisierte, dh unbekannter Herkunft und Funktionen. Ebenso sind die beiden hier dargestellten viromes präsentiert mehr als 97% der unbekannten Sequenzen. Als Ergebnis nicht-Datenbankabhängige Analyse wurde für die Analyse verwendet und eine neue Arm der Forschung Gelegenheit eröffnet auf der &quot;dunklen Materie&quot; im viralen Metagenomik (Seguritan et al. im Druck). Mikrobielle Metagenomics Die Analyse der mikrobiellen Metagenomen ermöglicht die Charakterisierung der mikrobiellen Gemeinschaft und der Funktionsbeschreibung dieser Gemeinschaften. Beispiele dafür sind Schätzungen des Vorhandensein von Krankheitserregern und Virulenz 5,22 oder Vergleiche zwischen den Veränderungen in macrobial Gemeinschaftsstruktur oder verfügbaren Nährstoffe und Fülle von Arten und ihre vorherrschende Stoffwechselwege (Abbildung 9; Kelly et al 2014).. Wasserchemie Wasserchemie Parameter der Regel die umfangreichen analytischen Verarbeitung für den gewünschten Daten zu erzeugen; Proben für die DOC-Analyse wird über Hochtemperatur-katalytische Oxidation 31,3 gemessen werden2, partikulären organischen Substanz (POM) über Isotopenverhältnis-Massenspektrometrie zu einem Elementaranalysator 33-35 und anorganische Nährstoffe von Flow Injection Analysis 36,12,37 verbunden. Nach einem erfolgreichen Abschluss aller Analysen werden in Tabelle 1 gezeigt Information verfügbar sein, um die Charakterisierung der mikrobiellen und viralen Gemeinschaften ergänzen. Diese Informationen können mit stabilen Isotopenverhältnisse des organischen Kohlenstoffs und Stickstoffproben ergänzt werden (siehe Haas et al. 35) und die Verhältnisse zwischen autotrophs und heterotrophs (McDole et al. Eingereicht). <img alt="Figur 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig1highres.jpg" width="600" /> Abbildung 1. Übersicht über im Protokoll Abschnitt beschriebenen Methoden. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52131/52131fig1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses figu ansehen</a>re. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig2highres.jpg" /> Abbildung 2. Probenbearbeitung rig Setup. Die Filtration Setup hier eingeführt (schematische Zeichnung nach links, eigentliche Bild rechts) ist nicht unbedingt erforderlich, um Proben zu erzeugen, sondern wird den Prozess deutlich beschleunigen. Der Aufbau besteht aus einer Grundplatte, auf der die Hatay Niskin Einheiten (1) montiert sind. Auf der Austrittsöffnung nach unten, werden Hatay Niskin Einheiten mit Silikonschläuchen der in-line-Filterhalter (2) verbunden ist. Diese lassen das abgetastete Wasserdurchlauf durch die jeweiligen Filter in die HDPE Probenahmefläschchen (3) montiert rechts unter. Der Filtrationsprozess wird durch Druckluft (4), und durch einen Druckmesser (5) geregelt beschleunigt. Ein Überlaufbecken verhindert Verschütten von Wasser während der Wechsel der HDPE Fläschchen oder POM Filtration. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52131/52131fig2highres.jpg" target="_blank">Bitte</a>Klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig3highres.jpg" /> Abbildung 3 Tangentialstromfilter Formation. Nylon (von Thurber et al. 19 modifiziert) Sieb filtriert Probenwasser wird aus dem Behälter (1) über eine peristaltische Pumpe (2) zu einer tangentialen Strömungsfilter (3) gepumpt. Die Messwasser wieder in den Vorratsbehälter (1) entlang der Rücklaufleitung (4) in der Abwesenheit von Gegendruck. Bei Gegendruck wird durch eine Schlauchklemme (5) an der Rücklaufleitung angelegt wird, gelangt Wasser durch den Filter und wird verworfen bzw. den Filtratbehälter (6) geliefert wird. Probenwasser ersetzt wird, wie es das Filtrat Linie konzentriert wird, bis das gesamte Probenwasser in den Schlauchleitungen konzentriert. <img alt="Figur 4" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig4highres.jpg" /> Abbildung 4. Objektträger Filtration Setup.Gleichmäßig zu verteilen DAPI und SYBR Gold-gefärbten Proben auf die jeweilige Matrix aus Aluminiumoxid-Filter (1), benötigen Filter, um zwischen dem Filterturm (2) und Schaft des Filtrationsverteilers mit einer Klemme (4) angeordnet und befestigt werden. Ein druckgeregelte Vakuum (5) wird die Filtrationsprozess (schematische Zeichnung oben, eigentliche Bild Bodenplatte) zu beschleunigen. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52131/52131fig4highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 5" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig5highres.jpg" /> Figur 5. Reinigung und Konzentration von Phagenpartikeln. Insgesamt 1 ml jeder Cäsiumchlorid-Dichtegradienten auf einander vor führt die vorbehandelten Probe (A) überlagert. Jede Schicht sollte außerhalb der Röhre markiert werden, um die Extraktion nach Ultrazentrifugation erleichtern. Rote Pfeil markiert, wo das Rohr wird auf ex durchstochen werdenTrakt des VLP-Fraktion. (BE) Mikroskopische Aufnahmen von Viruskonzentrate: Epifluoreszenz-Aufnahmen von 0,45 &amp; mgr; m filtriert repräsentativen Viruskonzentrate STAR7 (B) und CAR9 (D). Große Teilchen einschließlich Bakterienzellen wurden aus den 0,45 um-Filtrat von beiden STAR7 (B) und CAR9 (D) Proben sichtbar, während nur VLPs (weiße Pfeile) nach der Cäsiumchlorid-Ultrazentrifugation bleiben; Stern 7 (C) und CAR9 (E). <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52131/52131fig5highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig6highres.jpg" /> Abbildung 6. Beispiel für DAPI und SYBR Gold-Mikrograph Analyse. Screenshot aus der Analyse von (A) DAPI und (B) SYBR Gold-gefärbten Objektträger Beispiel. (A) Länge und Breite (um) der markierten Teilchen(= Mikroben) kann mit Hilfe einer Bilderzeugungsprogramm bewertet werden. Beachten Sie die Aggregation in der Mitte des Bildes. Diese Cluster müssen von nachfolgenden Analyse ausgeschlossen werden. (B) Bei der Analyse von Viren und Bakterien müssen durch Größenschwellen in VLP und zellulären Größenbereiche (VLP rot, zelluläre grün) klassierte werden. Beachten Sie, dass es in der Regel einige schwache VLPs durch den jeweiligen Bildbearbeitungsprogramm Uncategorized. Diese VLPs als schwache weiße Punkte erscheinen muss manuell gezählt und addiert, um die automatisierten virale zählt. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52131/52131fig6highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 7" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig7highres.jpg" /> Abbildung 7. Konzentrationen SYBR Gold gefärbten Proben. Mikroskopische Aufnahmen einer 0,02 Aluminiumoxid-Matrix-Filter, die verschiedene Anzahlen von SYBR gefärbten Virusproben. Abbildung A zeigt afilter, die eine geeignete Menge an Meerwasser gefiltert, während die Konzentrationen auf dem Filter in B gezeigt zu hoch und in C für zuverlässige Werte zu niedrig sind. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52131/52131fig7highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 8" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig8highres.jpg" width="600" /> Abbildung 8. Ergebnisse der Durchflusszytometrie-Analyse Ausgang eines Riff-Wasserprobe. Panel (A) zeigt die Wassermolekül Grade nur mit gelb-grün fluoreszierende Mikrosphären (0,75 Mikrometer), verwendet werden, um eine minimale Hintergrund mit den Geräteeinstellungen zu überprüfen. Platte (B) zeigt das Ausgangssignal des Riffs Probe Lauf mit identischen Einstellungen und Layout wie in A. Man beachte, daß die Kügelchen immer noch an der gleichen Stelle mit mehreren Populationen von autotrophs gesehen werden, zusammen. (C) </strong&gt; Die gleiche Probe wie in (B), verwendet, um Back-Gate-Durchflusszytometer, Targeting SYBR positive Ereignisse (autotrophe + heterotrophen Zahl) und der Minimierung Hintergrund. (D) Der Vertreter Riff-Wasserprobe mit SYBR Green I. Mit Bunt die in (C) fest Gating wurden insgesamt Keimzahlen erzeugt und heterotrophen und autotrophen Mikroben durch Chlorophyll Autofluoreszenz partitioniert (siehe McDole et al. 4). <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52131/52131fig8highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 9" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig9highres.jpg" width="600" /> Abbildung 9. Beispiel der mikrobiellen Metagenom Daten. Muster zwischen den mikrobiellen metagenomische Sequenzdaten und Ort abhängigen Variablen. Hier ist die relative Häufigkeit von Synechococcus </em&gt; spp. positiv mit der prozentualen Abdeckung von Korallen korreliert, während Pelagibacter spp. nicht (linke Felder). Der Stoffwechselweg zur konjugativen Transfer positiv mit Nitratkonzentrationen korreliert, während der Stoffwechselweg zur DNA-Reparatur war konsistent zwischen allen Metagenomen (rechte Felder). <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52131/52131fig9highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td></td><td> Stern 7 </td><td> CAR9 </td></tr><tr><td> Gesamtzahl der Reads </td><td> 939.311 </td><td> 591.600 </td></tr><tr><td> Anzahl der vorverarbeiteten Liest </td><td> 579.664 </td><td> 360.246 </td></tr><tr><td> Mittlere Sequenzlänge (bp) </td><td> 395 ± 131 </td><td> 451 ± 159 </td></tr><tr><td> Kommentierte Sequenzen (%) </td><td> 42.218 (7,3%) </td&gt; <td> 9,117 (2,5%) </td></tr><tr><td> Unbekannt (%) </td><td> 537.446 (92,7%) </td><td> 351.129 (97,5%) </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Daten Merkmale von zweirädrigen viromes aus den südlichen Line Islands, Starbuck und Millennium erzeugt. Der Grad der Annotation auf BLAT mit der MG-RAST Server. <img alt="Tabelle 2" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52131/52131table2.jpg" width="700" /> Tabelle 2. Repräsentative Ergebnisse zeigen Daten aus verschiedenen Websites, während einer Expedition. Die hier zu beurteile Parametern gehören Wasserchemie Messungen gepaart mit mikrobiellen und viralen Häufigkeiten. Die Tabelle enthält weitere Dateinamen, die sich auf den jeweiligen metagenomische Daten für jede Entnahmestelle. Kohlenstoff und anorganischen Nährstoffkonzentrationen sind in mmol / L angegeben. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52131/52131table2.jpg" target="_blank">Bitte</a>Klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Tabelle anzuzeigen.

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Unraveling the Unseen Players in the Ocean - A Field Guide to Water Chemistry and Marine Microbiology

Here, we present a comprehensive protocol to assess the organic and inorganic nutrient availability and the abundance and structure of microbial and viral communities in remote marine environments.

Entwirren der unsichtbaren Spieler im Ozean - ein Feld Führer zu Wasserchemie und Marine Mikrobiologie

Here we introduce a series of thoroughly tested and well standardized research protocols adapted for use in remote marine environments. The sampling ...

unraveling-unseen-players-ocean-field-guide-to-water-chemistry-marine

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Environment

25.6K Aufrufe.  San Diego State University. Here, we present a comprehensive protocol to assess the organic and inorganic nutrient availability and the abundance and structure of microbial and viral communities in remote marine environments. 

Serie: Unraveling the Unseen Players in the Ocean - A Field Guide to Water Chemistry and Marine Microbiology

A Small Volume Bioassay to Assess Bacterial/Phytoplankton Co-culture Using WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) Fluorometry

Conventional methods for experimental manipulation of microalgae have employed large volumes of culture (20 ml to 5 L), so that the culture can be subsampled throughout the experiment1&#8211;7. Subsampling of large volumes can be problematic for several reasons: 1) it causes variation in the total volume and the surface area:volume ratio of the culture during the experiment; 2) pseudo-replication (i.e., replicate samples from the same treatment flask8) is often employed rather than true replicates (i.e., sampling from replicate treatments); 3) the duration of the experiment is limited by the total volume; and 4) axenic cultures or the usual bacterial microbiota are difficult to maintain during long-term experiments as contamination commonly occurs during subsampling.
The use of microtiter plates enables 1 ml culture volumes to be used for each replicate, with up to 48 separate treatments within a 12.65 x 8.5 x 2.2 cm plate, thereby decreasing the experimental volume and allowing for extensive replication without subsampling any treatment. Additionally, this technique can be modified to fit a variety of experimental formats including: bacterial-algal co-cultures, algal physiology tests, and toxin screening9&#8211;11. Individual wells with an alga, bacterium and/or co-cultures can be sampled for numerous laboratory procedures including, but not limited to: WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) fluorometry, microscopy, bacterial colony forming unit (cfu) counts and flow cytometry. The combination of the microtiter plate format and WATER-PAM fluorometry allows for multiple rapid measurements of photochemical yield and other photochemical parameters with low variability between samples, high reproducibility and avoids the many pitfalls of subsampling a carboy or conical flask over the course of an experiment.

A Small Volume Bioassay to Assess Bacterial/Phytoplankton Co-culture Using WATER-Pulse-Amplitude-Modulated WATER-PAM Fluorometry

The goal of this procedure is to demonstrate the reproducibility and adaptability of using a microtiter plate format for microalgal screening. This rapid screen combines WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) fluorometry to measure photosynthetic yield as an indicator of Photosystem II (PSII) health with small volume bacterial-algal co-cultures.

A Small Volume Bioassay um bakterielle / Phytoplankton Co-Kultur Bewerten Sie mit Wasser-Pulse-amplitudenmodulierten (WATER-PAM) Fluorometrie

Conventional methods for experimental manipulation of microalgae have employed large volumes of culture (20 ml to 5 L), so that the culture can be ...

Forschung

Umwelt

Chemotactic Response of Marine Micro-Organisms to Micro-Scale Nutrient Layers

The degree to which planktonic microbes can exploit microscale resource patches will have considerable implications for oceanic trophodynamics and biogeochemical flux. However, to take advantage of nutrient patches in the ocean, swimming microbes must overcome the influences of physical forces including molecular diffusion and turbulent shear, which will limit the availability of patches and the ability of bacteria to locate them. Until recently, methodological limitations have precluded direct examinations of microbial behaviour within patchy habitats and realistic small-scale flow conditions. Hence, much of our current knowledge regarding microbial behaviour in the ocean has been procured from theoretical predictions. To obtain new information on microbial foraging behaviour in the ocean we have applied soft lithographic fabrication techniques to develop 2 microfluidic devices, which we have used to create (i) microscale nutrient patches with dimensions and diffusive characteristics relevant to oceanic processes and (ii) microscale vortices, with shear rates corresponding to those expected in the ocean. These microfluidic devices have permitted a first direct examination of microbial swimming and chemotactic behaviour within a heterogeneous and dynamic seascape. The combined use of epifluorescence and phase contrast microscopy allow direct examinations of the physical dimensions and diffusive characteristics of nutrient patches, while observing the population-level aggregative response, in addition to the swimming behaviour of individual microbes. These experiments have revealed that some species of phytoplankton, heterotrophic bacteria and phagotrophic protists are adept at locating and exploiting diffusing microscale resource patches within very short time frames. We have also shown that up to moderate shear rates, marine bacteria are able to  fight the flow  and swim through their environment at their own accord. However, beyond a threshold high shear level, bacteria are aligned in the shear flow and are less capable of swimming without disturbance from the flow. Microfluidics represents a novel and inexpensive approach for studying aquatic microbial ecology, and due to its suitability for accurately creating realistic flow fields and substrate gradients at the microscale, is ideally applicable to examinations of microbial behaviour at the smallest scales of interaction.  We therefore suggest that microfluidics represents a valuable tool for obtaining a better understanding of the ecology of microorganisms in the ocean.

The fabrication of microfluidic channels and their implementation in experiments for studying the chemotactic foraging behaviour of marine microbes within a patchy nutrient seascape and the swimming behaviour of bacteria within shear flow are described.

Chemotaktische Reaktion der marinen Mikroorganismen zu Micro-Scale Nutrient Layers

The degree to which planktonic microbes can exploit microscale resource patches will have considerable implications for oceanic trophodynamics and ...

Biologie

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and detritus, and excreting particulate and dissolved compounds, they serve as important agents for benthic-pelagic coupling. Accurately measuring the compounds removed and excreted by suspension feeders (such as sponges, ascidians, polychaetes, bivalves) is crucial for the study of their physiology, metabolism, and feeding ecology, and is fundamental to determine the ecological relevance of the nutrient fluxes mediated by these organisms. However, the assessment of the rate by which suspension feeders process particulate and dissolved compounds in nature is restricted by the limitations of the currently available methodologies. Our goal was to develop a simple, reliable, and non-intrusive method that would allow clean and controlled water sampling from a specific point, such as the excurrent aperture of benthic suspension feeders, in situ. Our method allows simultaneous sampling of inhaled and exhaled water of the studied organism by using minute tubes installed on a custom-built manipulator device and carefully positioned inside the exhalant orifice of the sampled organism. Piercing a septum on the collecting vessel with a syringe needle attached to the distal end of each tube allows the external pressure to slowly force the sampled water into the vessel through the sampling tube. The slow and controlled sampling rate allows integrating the inherent patchiness in the water while ensuring contamination free sampling. We provide recommendations for the most suitable filtering devices, collection vessel, and storing procedures for the analyses of different particulate and dissolved compounds. The VacuSIP system offers a reliable method for the quantification of undisturbed suspension feeder metabolism in natural conditions that is cheap and easy to learn and apply to assess the physiology and functional role of filter feeders in different ecosystems.

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

We introduce the VacuSIP, a simple, non-intrusive, and reliable method for clean and accurate point sampling of water. The system was developed and evaluated for the simultaneous collection of the water inhaled and exhaled by benthic suspension feeders in situ, to cleanly measure removal and excretion of particulate and dissolved compounds.

VACUSIP eine verbesserte Inex Methode für<em&gt; In Situ</em&gt; Messung von partikulären und gelösten Verbindungen, die durch Active Suspension Feeders Verarbeitet

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and ...

A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations

The ability to manipulate dissolved oxygen (DO) in a laboratory setting has significant application to investigate a number of ecological and organismal behavior questions. The protocol described here provides a simple, reproducible, and controlled method to manipulate DO to study behavioral response in aquatic organisms resulting from hypoxic and anoxic conditions. While performing degasification of water with nitrogen is commonly used in laboratory settings, no explicit method for ecological (aquatic) application exists in the literature, and this protocol is the first to describe a protocol to degasify water to observe organismal response. This technique and protocol were developed for direct application for aquatic macroinvertebrates; however, small fish, amphibians, and other aquatic vertebrates could be easily substituted. It allows for easy manipulation of DO levels ranging from 2 mg/L to 11 mg/L with stability for up to a 5 min animal-observation period. Beyond a 5 min observation period water temperatures began to rise, and at 10 min DO levels became too unstable to maintain. The protocol is scalable to the study organism, reproducible, and reliable, allowing for rapid implementation into introductory teaching labs and high-level research applications. The expected results of this technique should relate dissolved oxygen changes to behavioral responses of organisms.

This article describes a simple and reproducible protocol to manipulate dissolved oxygen conditions in a laboratory setting for animal behavior studies. This protocol may be used in both teaching and research laboratory settings to evaluate organismal response of macroinvertebrates, fishes, or amphibians to changes in dissolved oxygen concentration.

Ein einfacher Ansatz zur Manipulation von gelöstem Sauerstoff für Tierverhaltensbeobachtungen

The ability to manipulate dissolved oxygen (DO) in a laboratory setting has significant application to investigate a number of ecological and organismal ...

Ecotoxicological Method with Marine Bacteria Vibrio anguillarum to Evaluate the Acute Toxicity of Environmental Contaminants

Bacteria are an important component of the ecosystem, and microbial community alterations can have a significant effect on biogeochemical cycling and food webs. Toxicity testing based on microorganisms are widely used because they are relatively quick, reproducible, cheap, and are not associated with ethical issues. Here, we describe an ecotoxicological method to evaluate the biological response of the marine bacterium Vibrio anguillarum. This method assesses the acute toxicity of chemical compounds, including new contaminants such as nanoparticles, as well as environmental samples. The endpoint is the reduction of bacterial culturability (i.e., the capability to replicate and form colonies) due to exposure to a toxicant. This reduction can be generally referred to as mortality. The test allows for the determination of the LC50, the concentration that causes a 50% decrease of bacteria actively replicating and forming colonies, after a 6 h exposure. The culturable bacteria are counted in terms of colony forming units (CFU), and the &#34;mortality&#34; is evaluated and compared to the control. In this work, the toxicity of copper sulphate (CuSO4) was evaluated. A clear dose-response relationship was observed, with a mean LC50 of 1.13 mg/L, after three independent tests. This protocol, compared to existing methods with microorganisms, is applicable in a wider range of salinity and has no limitations for colored/turbid samples. It uses saline solution as the exposure medium, avoiding any possible interferences of growth medium with the investigated contaminants. The LC50 calculation facilitates comparisons with other bioassays commonly applied to ecotoxicological assessments of the marine environment.

Ecotoxicological Method with Marine Bacteria Vibrio anguillarum to Evaluate the Acute Toxicity of Environmental Contaminants

This work describes a new protocol to assess the ecotoxicity of pollutants, including emerging contaminants such as nanomaterials, using the marine bacterium Vibrio anguillarum. This method allows for the determination of the LC50, or mortality, the concentration that causes a 50% decrease in bacteria culturability, after a 6 h exposure.

Ökotoxikologische Methode mit Meeresbakterien<em&gt; Vibrio anguillarum</em&gt; Zur Beurteilung der akuten Toxizität von Umweltschadstoffen

Bacteria are an important component of the ecosystem, and microbial community alterations can have a significant effect on biogeochemical cycling and food ...

Seawater Sampling and Collection

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass concentration, nucleic acid purification, cell abundance, nutrient and trace gas analyses. For today's demonstration samples were collected from the deck of the HMS John Strickland operating in Saanich Inlet. An A-frame derrick, with a multi-purpose winch and cable system, is used in combination with Niskin or Go-Flo water sampling bottles. Conductivity, Temperature, and Depth (CTD) sensors are also used to sample the underlying water mass. To minimize outgassing, trace gas samples are collected first.  Then, nutrients, water chemistry, and cell counts are determined. Finally, waters are collected for biomass filtration. The set-up and collection time for a single cast is ~1.5 hours at a maximum depth of 215 meters. Therefore, a total of 6 hours is generally needed to complete the collection series described here.

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass concentration, nucleic acid purification, cell abundance, nutrient and trace gas analyses.

Meerwasser Probenahme und Sammlung

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass ...

Large Volume (20L+) Filtration of Coastal Seawater Samples

The workflow begins with the collection of coastal marine waters for downstream microbial community, nutrient and trace gas analyses. For this method, samples were collected from the deck of the HMS John Strickland operating in Saanich Inlet. This video documents large volume (&ge;20 L) filtration of microbial biomass, ranging between 0.22&mu;m and 2.7&mu;m in diameter, from the water column. Two 20L samples can be filtered simultaneously using a single pump unit equipped with four rotating heads. Filtration is done in the field on extended trips, or immediately upon return for day trips. It is important to record the amount of water passing through each sterivex filter unit. To prevent biofilm formation between sampling trips, all filtration equipment must be rinsed with dilute HCl and deionized water and autoclaved immediately after use. This procedure will take approximately 5 hours plus an additional hour for clean up.

Large Volume 20L+ Filtration of Coastal Seawater Samples

This video documents large volume (&ge;20 L) filtration of microbial biomass, ranging between 0.22&mu;m and 2.7&mu;m in diameter, from the water column.

Large Volume (20L +) Filtration von Coastal Meerwasser Proben

The workflow begins with the collection of coastal marine waters for downstream microbial community, nutrient and trace gas analyses. For this method, ...

Small Volume (1-3L) Filtration of Coastal Seawater Samples

The workflow begins with the collection of coastal marine waters for downstream microbial community, nutrient and trace gas analyses. For today s demonstration samples were collected from the deck of the HMS John Strickland operating in Saanich Inlet. This video documents small volume (~1 L) filtration of microbial biomass from the water column. The protocol is an extension of the large volume sampling protocol described earlier, with one major difference: here, there is no pre-filtration step, so all size classes of biomass are collected down to the 0.22 &mu;m filter cut-off. Samples collected this way are ideal for nucleic acid analysis. The set-up, filtration, and clean-up steps each take about 20-30 minutes. If using two peristaltic pumps simultaneously, up to 8 samples may be filtered at the same time. To prevent biofilm formation between sampling trips, all filtration equipment must be rinsed with dilute HCl and deionized water and autoclaved immediately after use.

Small Volume 1-3L Filtration of Coastal Seawater Samples

This video documents small volume (~1 L) filtration of microbial biomass from the water column.

Small Volume (1-3L) Filtration von Coastal Meerwasser Proben

The workflow begins with the collection of coastal marine waters for downstream microbial community, nutrient and trace gas analyses. For today s ...

<meta charset="utf8"></head><body>Ein praktischer und kostengünstiger Aufbau zur Messung von Methan in wässrigen Proben

Measuring Dissolved Methane in Aquatic Ecosystems Using An Optical Spectroscopy Gas Analyzer

Measuring greenhouse gas (GHG) fluxes and pools in ecosystems are becoming increasingly common in ecological studies due to their relevance to climate change. With it, the need for analytical platforms adaptable to measuring different pools and fluxes within research groups also grows. This study aims to develop a procedure to use portable optical spectroscopy-based gas analyzers, originally designed and marketed for gas flux measurements, to measure GHG concentrations in aqueous samples. The protocol involves the traditional headspace equilibration technique followed by the injection of a headspace gas subsample into a chamber connected through a closed loop to the inlet and outlet ports of the gas analyzer. The chamber is fabricated from a generic mason jar and simple laboratory supplies, and it is an ideal solution for samples that may require pre-injection dilution. Methane concentrations measured with the chamber are tightly correlated (r2 &#62; 0.98) with concentrations determined separately through gas chromatography-flame ionization detection (GC-FID) on subsamples from the same vials. The procedure is particularly relevant for field studies in remote areas where chromatography equipment and supplies are not readily available, offering a practical, cheaper, and more efficient solution for measuring methane and other dissolved greenhouse gas concentrations in aquatic systems.

<meta charset="utf8"></head><body>Messung von gelöstem Methan in aquatischen Ökosystemen mit einem Gasanalysator mit optischer Spektroskopie

This study demonstrates an approach to measure methane gas concentrations in aqueous samples using portable optical analyzers coupled to an injection chamber in a closed loop. The results are similar to conventional gas chromatography, presenting a practical and low-cost alternative particularly suitable for remote field studies.

Messung von gelöstem Methan in aquatischen Ökosystemen mit einem Gasanalysator mit optischer Spektroskopie

Measuring greenhouse gas (GHG) fluxes and pools in ecosystems are becoming increasingly common in ecological studies due to their relevance to climate ...

Entwirren der unsichtbaren Spieler im Ozean - ein Feld Führer zu Wasserchemie und Marine Mikrobiologie

Zusammenfassung

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Large Volume (20L +) Filtration von Coastal Meerwasser Proben

Small Volume (1-3L) Filtration von Coastal Meerwasser Proben

Messung von gelöstem Methan in aquatischen Ökosystemen mit einem Gasanalysator mit optischer Spektroskopie

Messung von gelöstem Methan in aquatischen Ökosystemen mit einem Gasanalysator mit optischer Spektroskopie