Diese Arbeit wurde teilweise durch Gewährung R00AG031911 aus dem National Institute on Aging der National Institutes of Health unterstützt zu PHM Der Inhalt dieses Artikels gibt nicht unbedingt die offiziellen Ansichten der National Institutes of Health.

1. Herstellung der Medien und Lösungen <ol><li> Wachsen Zellen unter Verwendung von Hefeextrakt-Pepton-Glukose (YPD) reichen Medium für die Standard-Protokoll. Bereiten Sie eine 2% Bacto-Pepton, 1% Hefeextrakt, 2% Glucose-Lösung für YPD-Medium und mit 2% Bacto-Agar für Festmedium 19. Autoklaven sterilisieren. Verwenden Sie ein alternatives Medium, falls erforderlich, um eine bestimmte Wachstumsbedingung oder mutierte Hefestamm testen. </li><li> Machen festen Kunst komplette Medium ohne Arginin mit 60 mg / L Canavanin (SC-arg + Canavanin), die für Canavanin resistenten Mutanten zu wählen. Bereiten Sie eine Lösung, die 0,67% Bacto-Hefe-Stickstoffbase ohne Aminosäuren, 2% Glucose, 0,2% komplette Ergänzung Mischung ohne Arginin (Dropout-mix), und 2% Bacto-Agar 19 ist. Autoklaven und cool vor der Zugabe Canavanin von einer 20 mg / ml Stammlösung (steril filtriert, bei 4 ° C gelagert) 19. <ol><li> Machen festen Kunst komplette Medium mit 5-Fluororotsäure (5-FOA). Bereiten 500ml einer Lösung, die 1,34% Bacto-Hefe-Stickstoffbase ohne Aminosäuren, 4% Glucose, 0,4% abgeschlossen Ergänzungsgemisches und 0,2% 5-FOA und Filter-sterilisiert 19. Autoklaven 500 ml einer 4% Bacto-Agar-Lösung, cool kurz, und dann mit dem 500 ml steril filtriert Nährlösung mischen. Verwenden Sie geeignete alternative Medien für andere Mutationsassays. </li></ol></li><li> Für Biotin-Markierung, stellen 500 ml 1x Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS)-Lösung enthält 137 mM Natriumchlorid, 2,7 mM Kaliumchlorid, 10.14 mM Dinatriumhydrogenphosphat und 1,77 mM Kaliumhydrogenphosphat, pH 8. Lagerung bei 4 ° C und halten Sie auf Eis während des Gebrauchs. </li><li> Machen Sie eine frische 5 mM Biotin Lager in sterilen, hochreinem Wasser. </li><li> Zu löschen Biotin-Markierung, stellen 500 ml 1x PBS, 100 mM Glycin. Lagerung bei 4 ° C und während der Verwendung auf Eis zu halten. </li><li> Abhängig von der Anzahl von Zellen verwendet und die Dauer des Experiments, stellen 1-2 L des Wulst-Markierungspuffer, enthaltend 1 × PBS, 2 mM EDTA, 0,5% Bovine Serumalbumin. Filter sterilisieren und de-Gaspuffer. Lagerung bei 4 ° C und während der Verwendung auf Eis zu halten. </li><li> Bereiten Sie eine 0,4% Trypanblau-Lösung in 1x PBS, Filter zu sterilisieren, und lagern bei RT für den Einsatz in der Lebensfähigkeit der Zellen-Messungen. </li><li> Aliquot kleinen Volumina (~ 100 ul) einer Weizenkeim-Agglutinin (WGA) fluoreszierendes Konjugat bei -20 ° C in Folie (oder opak) Mikrozentrifugenröhrchen für die Verwendung bei der Bestimmung Zellalter zu speichern. </li></ol> 2. Bestimmung der Mutationsrate und Frequenz <ol><li> Stellen Sie eine Baseline-Mutationsrate pro Zelle Generation mit Fluktuation Tests für Zellen unter Standardkulturbedingungen gewachsen. Wachsen sieben bis elf replizieren 1 ml Kulturen von einer Anfangsdichte von 1.000-5.000 Zellen / ml bis zur frühen stationären Phase (~ 10 8 Zellen / ml). <ol><li> Für jede Wiederholung Kultur, verdünnte Zellen 1: 2.000 und verteilt 1-4 ul auf nicht-selektiven Medium (YPD) an Kolonie-bildenden-Einheiten / ml zu bestimmen. Pellet restlichen Zellen bei ~ 2.400 xg für 1 min in einer Mikro und resuspendieren in 100 ul Wasser auf selektiven Medium zu verbreiten, um Mutanten zu identifizieren. Inkubation erfolgt für drei Tage bei 30 ° C vor dem Zählen der Kolonien (einzustellen Inkubationszeit bezogen auf die Wachstumsrate von Zellen erforderlich). </li><li> Bestimmung der Anzahl von unabhängigen Mutationen (m), die basierend auf der Anzahl der Mutantenkolonien (r) auf selektivem Medium erhalten werden, in dem Prozess aufgetreten. Verwenden Sie die Lea-Coulson Median Schätzer m durch Einsetzen der Median der Anzahl der Mutantenkolonien für r in der Formel unter 9 zu finden. Dann Ersatzwerte für m, bis die linke Seite der Gleichung ist praktisch Null. <img alt="Gleichung 1" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/51850/51850eq1.jpg" /></li><li> Um zu bestimmen, Mutationsrate, berechnen wir zuerst die durchschnittliche Anzahl an lebensfähigen Zellen auf einem selektiven Medium verteilt, indem die durchschnittliche Koloniebildungseinheiten / ml der Replika-Kulturen und das Volumender Kultur in ml Ausbreitung auf Selektivmedium. Teilen Sie die m-Wert aus Schritt 2.1.2 dieses durchschnittliche Anzahl der lebensfähigen Zellen, die Mutationsrate pro Zelle Generation zu erhalten. </li></ol></li><li> Individuell berechnen die Anzahl der lebensfähigen Zellen auf Selektivmedium für jede Wiederholung Kultur in einer Studie aus, wie in Schritt 2.1.3 beschrieben. Teilen die Anzahl der Mutantenkolonien (r) durch die Anzahl der lebensfähigen Zellen auf einem selektiven Medium verteilt, um die Mutationshäufigkeit zu erhalten, für eine Kultur erhalten. Verwenden Sie von den Replika-Kulturen in Schritt 2.1 als Basis Mutationsfrequenz der Durchschnitt oder Median der einzelnen Mutationshäufigkeiten. </li><li> Machen Frequenzmessungen vor und nach der Markierung mit Biotin-Zellen (Schritte 3.2 und 3.4), um zu bestimmen, ob die Markierungsschritt führt zu einer Änderung der Häufigkeit von Mutationen, die müssen berücksichtigt werden, wenn die Prüfung auf altersspezifische Veränderungen Mutation Akkumulation werden. </li></ol> 3. Biotin Labeling <ol><li> Streak S. cerevisiae aus einem Glycerin-Stamm bei -80 ° C auf YPD-Medium und Inkubation bei 30 ° C für 1-3 Tage. </li><li> Mit einer sterilen Pipettenspitze, Transferzellen aus dem Streifen Platte auf 1 ml (oder mehr) von Wasser unter Berücksichtigung, dass 1-1,5 cm dick gewachsen eines Teils der Streifen geben etwa 10 8 Zellen. Festzustellen, genaue Zelldichte mit einer Zählkammer. </li><li> Etikett 10 8 Zellen pro Stamm (oder Behandlungsbedingungen) pro Sammelpunkt, an dem Mutationsfrequenz ermittelt werden, bzw. eine Populationsgröße ausreicht, um mindestens 5-10 Mutantenkolonien pro Abtastung auf selektivem Medium zu erhalten (bezogen auf Mutationsfrequenz von Schritt 2.2). Eine zusätzliche 10 8 Zellen für die Baseline-Messungen pro Stamm / Zustand. </li><li> Biotin-Markierung nach Standardverfahren vom Hersteller, außer mit einem 5 mm Biotinreagens Lager und während der Inkubation sanft schaukeln. Spin für 5 min bei 4 ° C bei 3.000 xg für alle Zentrifugationsschritte, seit Spinnen bei Temperaturen von mehr als 4 ° C kann zu einem erhöhten Zellverlust führen. Nach dem letzten Waschschritt auszusetzen Zellen bis zu einer Konzentration von 10 8 markierten Zellen / ml in Wasser. </li><li> Überprüfen Lebensfähigkeit der Zellen unter Verwendung von Trypanblau-Färbung. Verdünnen 10 ul der Zellen mit 23 ul Wasser und 67 ul von 0,4% Trypanblau in 1x PBS. Inkubation für mindestens 40 min bei RT erzielte Live (ungefärbten) und toten (gebeizt) Zellen mit einer Zählkammer. </li><li> Messen Sie die Ausgangswerte für die Genominstabilität, Zell Alter und anderen relevanten Eigenschaften (siehe Abschnitte 5, 6 und 7). </li><li> Übertragen Biotin-markierten Zellen zu 20 ml YPD-Medium pro 10 8 Zellen in einen Erlenmeyerkolben (etwa 5 x 10 6 Zellen / ml). Kultur wachsen (s) 16-18 h bei 20 ° C bis zu einer Dichte von etwa 10 8 Zellen / ml (vier vor fünf Zellgenerationen), aber nicht zulassen, Zellen die stationäre Phase erreichen. Verwenden Sie einen kürzeren Inkubationszeit für Wachstum bei 30 ° C. Halten Biotin-markierten cEllen bei 4 ° C für mehrere Stunden vor der Zugabe zum Medium, falls erforderlich, um die Zeit der Wachstumsperiode und Sammlung zu optimieren. </li></ol> 4. Bead Kennzeichnung und magnetische Sortierung <ol><li> Nach der Wachstumsphase Ein Aliquot der Kultur die Zelldichte zu bestimmen, mit einer Zählkammer. Pellet-Zellen durch Zentrifugation für 5 min bei 4 ° C bei 3000 x g. Überstand abgießen. </li><li> Waschen Sie die Zellen durch Vortexen zu Pellet in 30 ml Wulst-Markierungspuffer suspendieren, dann Zentrifugieren und Abgießen Überstand, wie in Abschnitt 4.1. Waschen wiederholen. </li><li> Voll Zellen in 50 ul Wulst-Markierungspuffer pro 10 8 Zellen insgesamt durch Wirbeln. Add 2 ul magnetische Perlen pro 10 8 Zellen insgesamt und Wirbel kurz zu mischen. Inkubieren auf Eis für 10 min, Invertierung regelmäßig zu mischen (aus einer Online-Protokoll auf veränderte <a href="http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf">http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf &lt;</a>/ A&gt;). </li><li> Mit 30 ml Kügelchen-Markierungspuffer waschen Zellen dreimal. </li><li> 0,5 ml Wulst-Markierungspuffer pro 10 8 Zellen insgesamt und kurz Wirbel Pellets auf mittlere Einstellung nur, bis die Zellen werden suspendiert. Gießen durch ein 40 um Zellsieb in ein 50 ml-Röhrchen, um alle verbleibenden Zellklumpen zu entfernen. Bei Bedarf lassen Zellen auf Eis für 1-2 Stunden vor dem Laden auf die Säule. </li><li> Folgen Sie der vom Hersteller empfohlenen Protokoll für die magnetischen Spalten zu binden, zu waschen und zu eluieren die magnetischen Kügelchen markiert Mutterzellen. Für eine erhöhte Rückgewinnung von markierten Zellen, verwenden Sie mindestens eine Spalte pro 2 x 10 9 Zellen insgesamt. <ol><li> Entfernen Sie alle Blasen, die beim Laden von Spalten, wie sie Fluss blockieren auftreten. Entfernen und ersetzen Sie die Spalte auf der Trennlinie zwischen wäscht, um Zellen aus immer zwischen den Perlen (von einem Online-Protokoll geändert am eingeschlossen werden <a href="http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf">http://www.sysbio.org/dataresources/user</a>manual031113.pdf). </li><li> Speichern Durchfluß von Bindung und Waschschritte zu jungen Zellen von den Mutterzellen produziert analysieren, falls gewünscht. Konzentrat-Zellen, wie in Schritt 4.7 beschrieben. </li><li> Verwenden Sie Multi-Spalten-Separatoren für die Verarbeitung mehrerer Proben auf einmal. Eluat in mehreren Spalten der gleichen Probe in der gleichen Sammelröhrchen zu reduzieren und die Bearbeitungszeit zu verringern Verlust von Zellen. </li></ol></li><li> Konzentriert eluiert Mutterzellen durch Zentrifugieren bei 3000 × g für 5 min bei 4 ° C ist. Saugen Sie alle, aber 1 ml pro 10 8 Original-Biotin-markierte Zellen zu puffern. Wirbel kurz, um Zellen in Restpuffer auszusetzen. </li><li> Einen aliquoten von Zellen und färben mit Trypanblau, um die Zelldichte und die Lebensfähigkeit der Zellen mit einer Zählkammer bestimmen (siehe Schritt 3.5). Berechnen der Gesamtzahl der Zellen gewonnen. <ol><li> Wenn die Anzahl der Zellen wesentlich höher ist als erwartet, passieren die Probe durch Elution einer anderen Spalte zu versuchen, verunreinigende jungen Zellen.Wenn die Anzahl der Zellen ist wesentlich geringer als erwartet, übergeben Sie die gespeicherte Fluss durch Probe durch eine andere Spalte, um zu versuchen, um die Ausbeute Mutterzellen zu verbessern. </li></ol></li><li> Verwenden Zellen für weitere Analysen, wie in den Abschnitten 5 und 6. Alternativ beschrieben, die Zellen in YPD-Brühe wieder wachsen, um ihre replikativen Alter (Schritt 3.7) zu erhöhen, und folgen Sie durch Wulst Kennzeichnung und Sortierung (Schritte 4.1-4.8.1), ohne die müssen die Biotin-Markierung zu wiederholen. </li></ol> 5. Bestimmung der Replikative Alter <ol><li> Spin-Zellen für 2 min bei 5.000 × g bei RT für alle Schritte in diesem Abschnitt. Setz 25 ul gewonnenen Zellen (~ 10 8 Zellen / ml) in ein 1,5 ml-Zentrifugenröhrchen und wasche zweimal mit 1 ml 1 × PBS. Überstand absaugen. <ol><li> Tauwetter ein Aliquot der WGA-Konjugat, Vortex mischen und Spin kurz auf Proteinaggregate zu beseitigen. Aussetzen Zellen in 180 ul 1x PBS und 20 ul WGA einem fluoreszierenden Molekül konjugiert Sprossnarben auf der Oberfläche des Etikett-tenE-Zellen. Decken Sie die 1,5-ml-Zentrifugenröhrchen mit Folie und Inkubation unter leichtem Schütteln bei 30 ° C für 30 min. </li><li> Dreimal mit 1 ml 1X PBS waschen. </li></ol></li><li> Für Fluoreszenz-Mikroskopie, Etiketten Rutschen und montieren pro Standard-Protokoll mit einem Anti-Fade-Agent. Folien in der Dunkelheit (bis zu ein paar Tagen) vollständig aushärten, bevor Dichtungsdeckglas, um die Zellbewegung während der Bildgebung zu vermeiden. Graf Knospe Narben auf mindestens 50 Zellen pro Probe, um eine repräsentative Messung der Zellalter zu erhalten. Speicher Folien für bis zu 1 Monat für die Anzeige Knospe Narben, wenn nötig. <ol><li> Alternativ bestimmt die Intensität des Fluoreszenzsignals von der WGA-Konjugat durch Ausführen der Durchflusszytometrie auf die Zellen in 1 ml 1 × PBS nach Schritt 5.1.2 suspendiert. Verwenden Sie ein 405 nm Anregungslaser und 530/30 nm Emissionsfilter mit einem 505 nm Langpassfilter für WGA-Alexa 488. Fügen Sie eine ungefärbte Kontrolle für jede Sammelstelle. </li></ol></li><li> Graph Knospe Narben auf junge Zellen und gealterten Zellen mikroskopisch auf die gezähltey-Achse gegen die normalisierten geometrischen Mittelwert (Bunt geometrischen Mittelwert / ungefärbten geometrischen Mittelwert) der WGA-Fluoreszenz-Konjugat aus der gleichen Zellpopulationen auf der x-Achse. Erhalten die Gleichung einer linearen Trendlinie für diese Beziehung. Für nachfolgende Experimente, ersetzen die normalisierten geometrischen Mittels der WGA-Konjugat Fluoreszenzintensität einer Zellpopulation für x in der Gleichung zu lösen und für y die durchschnittliche Zell Alter einer Probe zu bestimmen. </li></ol> 6. Mutationsfrequenz <ol><li> Verbreitung sortiert Mutterzellen in Puffer von Schritt 4.7 auf YPD-Medium und selektive Medium resuspendiert, wie in Schritt 2.1.1 beschrieben. Verwenden Sie 1 ml resuspendiert Mutterzellen zur selektiven Medium und Spin-Zellen bei 5.000 g für 1 min. HINWEIS: Verbreiten Sie größere Mengen verdünnten Zellen auf YPD-Medium, wie Zellen zu erhöhen, um in Alter für immer mehr nicht-lebensfähige und seneszenten Zellen in älteren Bevölkerungsgruppen auszugleichen. <ol><li> Inkubieren YPD-Medium und selektive Medium-Platten ausSchritt 6.1 bei 30 ° C für 3 und 4 Tagen. Erhöhen Inkubationszeit bis zu einer Woche für sehr alte Zellen oder langsam wachsende Sorten. Berechnen Mutationsfrequenz wie in Schritt 2.2 beschrieben. </li></ol></li></ol> 7. Berechnung vorhergesagte Mutationsfrequenz für eine gegebene Replikative Alter <ol><li> Berechnung der durchschnittlichen Erhöhung der replikativen Alter der Biotin-markierten Zellen über den Verlauf des Experiments durch Subtrahieren des Durchschnittsalters der ersten Zellpopulation von dem Durchschnittsalter der sortierten Mutterzellen für die jeweilige Sorte. Verwenden Sie die Zelle Alter in Schritt 5.2 berechnet oder Schritt 5.2.2. </li><li> Multiplizieren die Mutationsrate in Schritt 2.1.3 durch die Zunahme der durchschnittlichen Zellalter in Schritt 7.1 berechnet erhalten. Fügen diesen Wert auf die Basislinie Mutationsfrequenz für das in Schritt 2.2 berechnet die vorhergesagte Mutationsfrequenz für Zellen des betreffenden replikativen Alter zu bestimmen Anfangspopulation. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Dieses Protokoll verbindet mehrere Methoden, um Ressourcen zu ermöglichen und Ansätze in den Saccharomyces cerevisiae Modellsystem zur Verfügung, um während der mitotischen Zellalterung effizient auf das Studium der Genominstabilität angewendet werden. Eine große Vielzahl von Assays auf unterschiedliche Formen der Genominstabilität durch phänotypische Selektion quantifizieren kann mit Magnetsortierung kombiniert werden, um mögliche altersspezifische Veränderungen Anreicherung bestimmter Formen von Mutationen oder Chromosomenveränderungen untersucht werden. Während des gesamten Genoms Sequenzierung Ansätze könnten mehr Informationen über die Gesamt Arten von Änderungen in einem Genom mit dem Alter auftreten, zu schaffen, sind die Fähigkeit, phänotypischen Selektionssysteme verwenden, um Mutationsrate Messungen zu erhalten und zu isolieren, bevorzugt bestimmte Arten von genetischen Veränderungen wichtige Vorteile für das Studium mechanistische Aspekte des Alterns bezogene Genominstabilität. Straffung der Bestimmung der Zell Alter und das Potenzial parallelen Messungen von physiologi zu machencal Veränderungen durch Durchflusszytometrie effiziente Mittel, um Genominstabilität mit anderen zellulären Veränderungen in bestimmten Altersklassen korrelieren. Festlegung der möglichen altersabhängigen Veränderungen in der Akkumulation von Mutationen Raten erfordert: 1) vorsichtig Bestimmung bei jungen Zellpopulationen, 2) eine genaue Bestimmung der Zellalter, und 3) die Fähigkeit, zuverlässig zu bereichern ausreichend große Populationen von Mutterzellen reproduzierbar messen Genominstabilität im Alter. Dieser Ansatz ermöglicht die Hefe Modellsystem, um die Definition zu Grunde liegenden Mechanismen für altersabhängige Veränderungen der Zinssätze und / oder Frequenzen der Genominstabilität in mitotisch aktiven Zellen verantwortlich beitragen. Weiterhin können genetische und Umweltfaktoren schnell für Beiträge zu altersabhängigen Genominstabilität zu beurteilen. Letztlich könnten diese Charakterisierungen, die Entwicklung von Modellen, die für die Art und Weise, in der Mutationen während der replikativen Alterung akkumulieren Konto führen. Dieses Verfahren hängt von der Fähigkeit, Mutationen oder andere Arten von Genominstabilität durch das Auftreten von Selektionsphänotypen erfassen Raten solcher Ereignisse zu messen. Allerdings kann Kreativität in Assay-Design erlauben viele Aspekte der Genominstabilität untersucht werden. Zum Beispiel kann das URA3 und CAN1 Gene an verschiedenen Genomorte platziert werden, um jegliche Einflüsse der genomischen Position auf die Testergebnisse. Reversion von spezifischen nicht-funktionalen Gen-Allele zu funktionellen Gen-Allele könnte insbesondere Mutationsprozesse zu testen. Auch Einführung mehrerer inaktiver Allele eines Gens oder eines Gens mit flankierenden Wiederholungssequenzen verwendet werden, um Rekombinationsereignisse durch Wiederherstellung oder Verlust der Genfunktion zu untersuchen bzw. werden. Fluktuation Tests sind die Standard-Ansatz zur Bestimmung Raten der verschiedenen Genominstabilität Ereignisse 9. Das Protokoll wird mit Hilfe der gut angenommen und relativ einfach Lea-Coulson Median-Schätzer zu bestimmen muta geschriebentionsrate es zugänglicher zu verschiedenen Forscher zu machen, auch wenn die MSS-Maximum-Likelihood-Schätzer Methode gilt als der beste Ansatz für die Bestimmung Mutationsraten 9. Die MSS-Maximum-Likelihood-Schätzer zuvor detailliert 9 überprüft, und kann als ein alternatives Verfahren verwendet werden, erfordert jedoch komplexere Berechnungen. Alternativ wurde die kostenlose Software, Mutationsraten mit dieser Methode berechnen worden verfügbaren 22 gemacht. Reproduzierbare Maßnahmen der Mutationsraten erfordert Aufmerksamkeit auf einige Aspekte der Versuchsplanung, einschließlich der Verwendung von genügend Parallel Kulturen, Impfen Kulturen niedrig genug Anfangszelldichten, die Populationsgröße steigt um 10.000-fach oder mehr, und die Auswahl geeigneter Kulturvolumina, so dass der gesamte Population von Zellen kann auf selektiven Medium verbreitet werden. Für den letzteren Punkt kann eine zuvor beschriebene Formel verwendet, um die Mutationsrate einzustellen, basierend auf dem Anteil der Kultur Teste werdend 9. Veränderung der Wachstumsrate der Kulturen kann die Bestimmung eines reproduzierbaren Mutationsrate und eine modifizierte Median-basierte Schätzer, die mehr reproduzierbare Ergebnisse in solchen Situationen wurde kürzlich beschrieben 23 ergeben kann erschweren. Die Fähigkeit zur genauen Messung der Zellalter ist ein weiterer Faktor, der wichtig für die Feststellung, ob Genominstabilität Frequenzen in alten Zellen von den Werten erwartet werden aufgrund der Ereignisrate in jungen Zellen. Wir haben gefunden, WGA-Färbung bevorzugt, weiße Färbung Calcofluor zu sein, sowohl in Bezug auf Hintergrund und Flexibilität, da WGA ist konjugiert mit verschiedenen fluoreszierenden Molekülen. Diese Flexibilität kann mehr Möglichkeiten zur gleichzeitigen Messung von anderen Zelleigenschaften mit fluoreszierenden Reagenzien bereitzustellen. Erste Arbeiten, um eine Beziehung zwischen der Signalintensität für die WGA-Färbung und der entsprechenden Zahl der Knospe Narben auf Zellen herstellen kann dann zu einem mehr führenschnelle Bestimmung von Zellalter durch Durchflusszytometrie. Dieser Ansatz ermöglicht auch die Verwendung von größeren Populationsgrößen, als es in der Regel durch Mikroskopie für eine verbesserte Reproduzierbarkeit der Messungen untersucht werden. Während alle Altersbestimmungen konnte durch mikroskopische Untersuchung der Zellen gemacht werden, fühlen wir, dass die Durchflusszytometrie Ansatz erleichtert das schnelle Screening von Faktoren, die altersabhängigen Genominstabilität beeinflussen. Neben der Messung der Zellalter zuverlässig ist zu überlegen, auf die Anzahl der Zellteilungen Mutter Zellen werden mit jeder Runde wächst und Sortieren von Zellen unterziehen sollen. Verwendung einer geringeren Anfangspopulationsgröße oder eine größere Kulturvolumen könnte es Zellen, mehr Zellteilungen vor Erreichen der gewünschten Zelldichte zu unterziehen. Zum Beispiel haben andere Forscher nur zwei Runden der Sortierung sehr alte Hefe-Zellen 16, die den offensichtlichen Vorteil des Erhaltens alten Zellen mit weniger Experime hat zu erhaltenNTAL Schritten. Bei der Prüfung, ob die Kulturvolumen zu erhöhen, um damit die Zellen mehr Zellteilungen vor der Sortierung abgeschlossen haben, denken Sie daran, die Grenze für die Gesamtzahl der Zellen, die in einer einzelnen Spalte bearbeitet werden können. Verwendung einer größeren Kulturvolumen kann die Verwendung von mehreren Spalten erfordern, um eine Zellpopulation zu sortieren. Auch, wenn Zellen durchlaufen weniger Runden der Zellteilung zwischen Arten / Sammlung Punkte, dann gibt es mehr Möglichkeiten, um Abweichungen von erwarteten Mutation Frequenzen an bestimmten Zeitpunkten während Lebensdauer zu beobachten. Zum Beispiel, Probenahme nur bei frühen und späten Zeitpunkten während Lebensdauer kann Daten, die einen stetigen Anstieg der Mutationsfrequenz, aber Abtastung mit zusätzlichen Zwischenzeiten während Lebensdauer kann schnell und dann zeigen, dass die Hochebenen Mutationsfrequenz erhöht produzieren. Da dieses Protokoll isoliert alte Mutterzellen, gibt es eine Möglichkeit, um eine direkte Messung der Veränderungen im Mutationsraten mit dem Alter zu erhalten. Fluktuation Tests könnten be unter Verwendung von Mutterzellen unterschiedlichen Alters, um zu bestimmen, ob die Mutationsrate wird von der mit jungen Zellen erhalten Satz abweichen. Während die Kulturen für diese Fluktuation Tests wird eine Mischung aus alten und jungen Zellen werden, wie sie wachsen, könnten etwaige Abweichungen von Raten erhalten, beginnend mit jungen Zellen auf die Verwendung einer älteren Ausgangspopulation zurückzuführen. Die Fähigkeit, reproduzierbar erhalten eine ausreichend große Population von Zellen alte Mutter, genau zu messen Genominstabilität ist entscheidend für den Erfolg dieses Ansatzes. Während das Protokoll beschreibt die Verwendung einer bestimmten magnetischen Sortiersystem für diesen Zweck, haben andere Gruppen Hefe Mutterzellen mit alternativen Systemen 14,18 (siehe Tabelle der Materialien) sortiert. Solche alternativen Systeme sollte auch mit dieser Methode zu arbeiten, auch wenn einige Optimierung der Protokolle der Hersteller erforderlich werden könnte. Unabhängig von der konkreten System verwendet werden, die Populationsgröße erfordernd unterscheidet sich in Abhängigkeit von der Frequenz von der Art der Mutation oder Genom Umlagerung zur Untersuchung ausgewählt. Zumindest muß es genügend Mutterzellen mit mindestens einem mutierten Kolonie pro Population zu erhalten, um eine Mutationsfrequenz zu berechnen. In der Praxis können die Ergebnisse ziemlich variabel sein, wenn nur null bis fünf Mutantenkolonien aus der Populationsgröße und auch eine geringe Zunahme der Populationsgröße erwartet, so dass fünf bis zehn Mutantenkolonien zu erwarten sind, kann erheblich die Reproduzierbarkeit zu verbessern. Biotin-Markierung, wenn eine Ausgangspopulation, die Rückgewinnungseffizienz für jede Art muss berücksichtigt werden, um zu identifizieren die entsprechende Bevölkerungsgröße notwendig, Mutationsfrequenz in alten Mutterzellen zu messen. Mit 90% Erstattung der Mutterzellen nach jeder Art würden nur 59% der ursprünglichen Bevölkerung nach fünf Runden des Wachstums und der Sortierung wiederhergestellt werden. Diese sinkt auf ~ 33% Wiederherstellung der ursprünglichen Bevölkerung nach fünf Runden des Wachstums und Sortier, wenn nur 80% der markierten Zellen Mutter erholenbei jeder Art ed. Messung und Maximierung der Wiederherstellung ist von entscheidender Bedeutung bei der Messung niedriger Frequenz Veranstaltungen, seit zwei bis dreifache Abnahme der Populationsgröße könnte leicht zu unzuverlässigen Zahlen von mutierten Kolonien pro Bevölkerung führen. Es gibt zahlreiche Möglichkeiten für die Erweiterung oder Änderung auf dieses Protokoll, um ein breiteres Verständnis der Genominstabilität während der mitotischen Zellalterung zu erhalten. Einfache Beispiele sind die Analyse, wie Veränderungen in der Gen-Funktionen, Medienwechsel, oder andere Umweltzustand ändert nichts an der Anhäufung von Mutationen mit dem Alter. Mutationsraten für junge Zellen mit veränderten Gen-Funktion oder in der entsprechenden Bedingung wäre gemessen und verwendet, um zu bestimmen, ob Mutationen ansammeln anders als durch die Frequenzwerte vorhergesagt und anders als in der Kontrollzellpopulationen werden. Zellpopulationen in verschiedenen Punkten während replikative Alterung könnte, spezifische Belastungen, wie reaktive Sauerstoffspezies oder DNA-schädigende Mittel ausgesetzt werden. Einvorübergehend und mild Exposition gegenüber oxidativem Stress im Wesentlichen nicht die Fähigkeit zur Zellsortierung (3) durchführen zu verändern, aber härteren Beanspruchungen kann die Wiederherstellung von Zellen zu erschweren. Vorversuche notwendig wäre, um zu überprüfen, dass Mutterzellen noch effizienter nach spezifischen Belastungen zurückgewonnen werden. Zusätzlich könnte die zelluläre Eigenschaften der isolierten Mutterzellen im Detail analysiert werden, einschließlich der Stufen von reaktiven Sauerstoffspezies, mitochondriale und Vakuolenmorphologie und andere physiologische Eigenschaften, die mit der Alterung 3 zugeordnet sind. Außerdem könnten die Mutterzellen eine Ausgangspopulation für eine weitere Behandlung oder Manipulation. Da Mutter und Tochterzellen physikalisch während des Verfahrens abgetrennt, werden die Tochterzellen auch noch für die Analyse verfügbar. Beispielsweise ändert in physiologischen Eigenschaften der Tochterzellen oder der asymmetrischen Vererbung von Makromolekülen zwischen Hefe beschädigt Mutter und Tochterzellen <sbis&gt; 24 könnte der Zeitpunkt, wann interessante Veränderungen in Mutationsfrequenzen / Raten verglichen werden. Mutation Frequenzen für Tochter Zellpopulationen könnten auch in Ordnung erhalten werden, um zu versuchen zu modellieren, ob es asymmetrischen Vererbung von Mutationen während der replikativen Alterung. Zusammenfassend kombiniert Anreicherung von Mutterzellen durch magnetische Zellsortierung mit Schwankung Tests können die Vorteile der S. cerevisiae Modellsystem, um effizient zu untersuchen Mechanismen zur Akkumulation von genetischen Veränderungen während der mitotischen Zellalterung verantwortlich angewendet werden.

Mikroorganismen wie der Hefe Saccharomyces cerevisiae, sind hervorragende Modelle zur Untersuchung der Mutationsraten, aber diese Modelle nicht voll ausgenutzt worden, um die Akkumulation von Mutationen im mitotischen Alterung von Zellen zu untersuchen. Mutation Akkumulation im Zellkerngenom wurde die Hypothese aufgestellt, um die Alterung von was zu fortschreitenden Verlust (oder Variation) Genfunktionen 1 beitragen. Die Fähigkeit, ein mikrobielles System, um die Mechanismen und Folgen der Mutation Akkumulation während der Alterung kann die Identifizierung von genetischen und Umweltfaktoren diesen Prozess zu beeinflussen, da der einfache genetische Systeme und die einfache Quantifizierung von seltenen phänotypischen Veränderungen in Mikroorganismen stark beschleunigen studieren. DNA-Reparaturfaktoren und DNA-Schadensantwort-Proteine ​​werden auch über verschiedene Arten 2 konserviert und Grund Ähnlichkeiten in Organismen Alterung sind für Organismen so vielfältig wie S. identifiziert cerevisiae eind Säugetiere 3, was es wahrscheinlich macht, dass die Ergebnisse aus Studien in Hefe erhalten wird relevant für Alterung in vielen Organismen sein. Studien des Alterns in S. cerevisiae nutzen zwei Alterungsmodelle, die chronologische Alterung oder replikative Alterung von Zellen zu messen. Chronologischer Alterung wird durch den progressiven Verlust der Lebensfähigkeit der Hefe-Zellpopulationen, die in einer nicht-teilenden Zustand (stationäre Phase) sind durch Nährstoffverarmung 3 gekennzeichnet. Die chronologische Alterung Modell wurde verwendet, um zu zeigen, dass Mutationen akkumulieren mit zunehmendem Alter 4, da große Zellpopulationen sind leicht in diesem Modell erhalten, um phänotypische Auswahl für mutierten Zellen durchzuführen. In diesem Fall erscheint Mutation Akkumulation von wachstumsSignalWege und oxidativer Stress 5 beeinflußt werden, und jeder dieser Faktoren für das Verständnis Alterung in vielzelligen Eukaryoten 3. Die replikative Alterung Modell nutzt die asymmetrische divisiauf zwischen S. cerevisiae Mutter und Tochter Zellen für die Untersuchung von Hautalterung, die mit aufeinanderfolgenden Zellgenerationen 3 auftritt. Hefe replikative Alterung wurde oft durch Mikromanipulation von kleinen Populationen von Mutter und Tochter Zellen, oder in jüngerer Zeit durch Videomikroskopie von kleinen Populationen von Hefezellen in mikrofluidischen Bauteilen 6,7 gemessen worden. Begrenzte Populationsgrößen machen diese Ansätze wenig geeignet für die Untersuchung von Mutation Akkumulation während der mitotischen Alterung, es sei denn gesamten Genoms Information wird aus einzelnen Zellen erhalten oder sehr hohe Frequenz genetischen Veränderungen werden gemessen 8. Gesamtgenom-Sequenzierung von Einzelzellen bietet erhebliche Datenmengen für die Untersuchung Mutation Akkumulation, aber phänotypische Selektion Systeme haben den wichtigen Vorteil, dass sie ein Mittel zur Messung Mutationsraten zu Grunde liegenden Mechanismen zu studieren Mutation Akkumulation. Studien zur Mutationshäufigkeiten und Preise durch phänotypische Auswahl in haploi prüfend Hefestämme während replikative Alterung noch nicht berichtet worden. Mutationsraten werden häufig mit Tests Fluktuation 9 gemessen. Mutationshäufigkeit Werte spiegeln die Gesamtzahl der Zellen, die eine Mutation in einem Gen-Sequenz in einer Population. Dies umfasst Zellen, in denen unabhängige Mutationen auftreten und alle Nachkommen dieser Zellen, die einfach erben bereits vorhandenen Mutationen. Im Gegensatz dazu Mutationsraten durch Fluktuation Tests gemessen entsprechen der Anzahl der unabhängigen Mutationen, die neu mit jeder Zelle Generation auftreten. Diese Prüfungen umfassen typischerweise viele Impfen Replika-Kulturen bei niedriger Zelldichte, um die Wahrscheinlichkeit des Hinzufügens von Zellen mit vorbestehenden Mutation in einer Zielsequenz, Züchten der Kulturen in der Nähe der Sättigung, und Identifizieren mutanten Zellen durch Wachstum auf Selektivmedium zu reduzieren. Die Anzahl der mutierten Zellen in den Wiederholungspopulationen identifiziert werden dann in einer von mehreren mathematischen Modelle verwendet, um die Anzahl von i zu schätzenndependent Mutationen, die während des Wachstums 9 entstand. Vergleichen der Anzahl von unabhängigen Mutationen auf die durchschnittliche Bevölkerungszahl stellt ein Maß für die Mutationsrate. In S. cerevisiae Mutationshäufigkeiten und Preise werden häufig gemessen mit den URA3 und CAN1 Gene, da loss-of-function Mutationen in diesen Genen produzieren Selektionsphänotypen. Verlust des URA3-Funktion macht Zellen resistent gegen 5-Fluororotsäure (5-FOA), da das Protein codiert URA3 konvertiert 5-FOA in einem toxischen Molekül 10. Verlust der Funktion der Zellen ermöglicht CAN1 beständig Canavanin, einer toxischen Arginin Analog zu werden, da das Protein durch CAN1 codiert transportiert Arginin und Canavanin in Zellen 11. Beide genetische und physikalische Sortierung Strategien wurden erfolgreich eingesetzt, um größere Populationen von S. erhalten cerevisiae Mutterzellen, Untersuchungen der replikativen Altern erleichtern. Genetische Strategien umfassen clevere Ansätze, die gegen die Tochter des Zellüberlebens in einer Population aus. Die Mutter Anreicherungsprogramm (MEP) beinhaltet Beta-Estradiol Induktion von Cre-Rekombinase-Expression nur in Tochterzellen, was zu Tochter-spezifischen Störung der zwei Gene, welche entwickelt wurden, um loxP 12 enthalten. MEP-Stämme können in der Regel in Abwesenheit des Induktors kultiviert werden, sondern nur die Mutterzellen teilen sich weiter nach Induktion, während Tochterzellen in M-Phase in der Regel während der ersten Progression durch den Zellzyklus 12 zu verhaften. Während dieses System nicht verwendet worden, um allgemein zu studieren Mutation Akkumulation während der Alterung wurde verwendet, um den Verlust der Heterozygotie, eine relativ häufige Form von Genominstabilität in diploiden Hefestämme sowie biochemische Veränderungen Alterung Mutterzellen 13,14 studieren. Ebenso beinhaltet die Tochter-Ableiter System Tochter-spezifische Expression des S. cereviSIAE URA3 Gen 15. Tochter-Ableiter Stämme wachsen in der Regel bis 5-FOA wird zum Medium gegeben, an welcher Stelle Tochterzellen exprimieren URA3 sterben wird, während Mutter Zellen weiter wachsen 15. Diese sind nützlich, Systeme für Mutterzellen zu bereichern, aber sie sind auf die Wartung der Gen-Funktionen, die das Auswahlsystem bilden abhängen. Zufallsmutationen in einer oder mehreren Komponenten des Selektionssystems kann in Tochterzellen, die die Auswahl entweichen und sich vermehren exponentiell führen. Bei der Entwicklung der MEP-Stämme, wurden entsprechende Populationsgrößen bestimmt das Aussehen der Mutante Tochterzellen, die die Auswahl 12 entweichen könnten. Doch diese Grenze in Bevölkerungsgröße beeinträchtigt die Erkennung von seltenen Formen der Genom-Instabilität während der replikativen Alterung. Diese Beschränkung auf die Bevölkerungsgröße konnte teilweise durch die Verwendung diploiden Hefestämme mit zwei Kopien von jedem Gen, die zur Auswahlsystem, da die meisten überwunden werdenMutationen wahrscheinlich rezessiv 12 sein. Verwendung von diploiden Stämme beschränkt jedoch die Arten von Mutationsereignisse, die im Vergleich zu denen, die sich leicht in haploiden Hefezellen detektiert werden kann leicht nachgewiesen werden kann. Physikalische Sortierung Strategien umfassen Isolierung von Mutterzellen mit einem markierten Zelloberfläche von unmarkierten Tochterzellen für große Populationen von Mutterzellen zu bereichern. Die Beobachtung, dass die Zelloberflächenproteine ​​(Zellwandproteine) von S. cerevisiae Tochterzellen sind neu bei angeh wurde genutzt, um Zellen zu markieren, ohne Mutter Kennzeichnung der Tochterzellen, die sie produzieren 16 synthetisiert. Zum Beispiel kann eine anfängliche Population von Hefezellen, die auf ihrer Oberfläche mit Biotin markiert gezüchtet werden und dann von ihrer Tochterzellen mit Anti-Biotin-Mikrokugeln und 16 magnetische Sortierung, da die Tochterzellen nach der Anfangspopulation erzeugt nicht Biotin enthalten auf ihrer Oberfläche isoliert . Serien Wachstum undSortierung ermöglicht schrittweise älteren Bevölkerung von Mutterzellen zu erhalten und analysiert werden. Dieses Verfahren wurde erfolgreich eingesetzt, um Veränderungen in der Zellphysiologie und Genexpression während replikative Alterung Hefe 13,14,17,18 untersuchen. Die aktuelle Methode passt sich diese Biotin-Markierung und magnetische Sortiertechnik für Mutterzellen mit dem Ziel der Messung der Anreicherung potenziell seltene Mutationen oder andere Formen der Genom-Instabilität durch phänotypische Auswahl untersucht zu bereichern. Serien Wachstum und physikalische Sortierung die eine Analyse der Mutation Akkumulation in zunehmend älteren Mutterzellen, als auch in ihrer Tochter Zellpopulationen. Bestimmung des Mutationsraten pro Generation ermöglicht eine vorhergesagte Mutationsfrequenz für Mutterzellen, die eine bestimmte Anzahl von Zellteilungen durchlaufen haben, berechnet werden. Seit vorhergesagt Frequenzwerte auf den erwarteten Anstieg durch zusätzliche Runden der Zellteilung, erhebliche Abweichungen in den beobachteten Mutati basierendauf Frequenzen im Vergleich zu den vorhergesagten Werten belegen altersspezifische Veränderungen in der Rate der Akkumulation von Mutationen. Über dieses Protokoll können Fluoreszenzfärbung von Narben, die Knospe zu Websites von Zellteilungen auf Mutter-Zellen mit der Durchflusszytometrie gekoppelt entsprechen verwendet werden, um schnell festzustellen, die Altersverteilung der Bevölkerung sortierte und unsortierte werden. Zusätzliche fluoreszierende Reagenzien, wie sie zum Nachweis reaktiver Sauerstoffspezies verwendet werden, können auch in diesem Protokoll verwendet werden. Insgesamt ist dieses Protokoll ermöglicht eine effiziente Analyse der altersabhängigen Veränderungen in der Genominstabilität mit dem Potenzial für Korrelation zu altersbedingten physiologischen Veränderungen Zelle in einem Modellorganismus gut geeignet für die Untersuchung der genetischen und umweltbedingten Faktoren, die alterungsbedingte Genominstabilität beeinflussen.

<table><tbody><tr><td>EZ-Link Sulfo-NHS-LC-Biotin</td><td>Thermo Scientific</td><td>21335</td><td>100 mg</td></tr><tr><td>Anti-Biotin Microbeads</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-485</td><td>2 ml MicroBeads conjugated to monoclonal mouse anti-biotin antibodies (isotype: mouse IgG1)</td></tr><tr><td>MACS LS columns</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-401</td><td>25 columns suitable for QuadroMACS separator</td></tr><tr><td>QuadroMACS separator</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-976</td><td>Separator Only</td></tr><tr><td>QuadroMACS Starting Kit</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-091-051</td><td>Includes: QuadroMACS Separator (130-090-976), MACS MultiStand (130-042-303), LS Columns (130-042-401), MACS 15 ml Tube Rack (130-091-052), One 2 ml unit of MACS MicroBeads. Note: Alternative systems include Dynabeads Biotin Binder and MagnaBind Magnetic Beads</td></tr><tr><td>BD Falcon Cell Strainer, 40 &amp;micro;m</td><td>BD Biosciences</td><td>352340</td><td>40 &amp;micro;m for use with BD Falcon 50 ml Conical Tubes. 50 per pack</td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T6146</td><td>Powder, filtering after dissolving important to remove particulates</td></tr><tr><td>Wheat germ agglutinin Alexa Fluor488</td><td>Life Technologies</td><td>W11261</td><td>Conjugates with different excitation/emission spectra could also be used</td></tr><tr><td>ProLong Gold antifade reagent</td><td>Life Technologies</td><td>P36930</td><td>10 ml, other antifade reagents could also be used</td></tr></tbody></table>

combining magnetic sorting of mother cells and fluctuation tests to analyze genome instability during mitotic cell aging in saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae wurde für die Prüfung Mechanismen und Folgen der Genominstabilität ein ausgezeichneter Modellsystem. Informationen aus diesem Hefemodell gewonnen hat für viele Organismen, einschließlich Menschen, da die DNA-Reparatur von DNA-Schäden und Antwortfaktoren sind in verschiedenen Spezies konserviert. Allerdings S. cerevisiae ist noch nicht verwendet worden, um voll anzugehen, ob die Rate der Akkumulation von Mutationen Veränderungen mit zunehmendem replikativen (Mitose) Alter aufgrund technischer Einschränkungen. Zum Beispiel Messungen der Hefe replikativen Lebensdauer durch Mikromanipulation in geringer Zellpopulationen, die die Detektion von seltenen Mutationen zu verhindern. Genetische Methoden, die zur Mutterzellen in der Bevölkerung durch Induktion Tod von Tochterzellen zu bereichern entwickelt worden, aber Populationsgrößen werden noch von der Häufigkeit, mit der zufälligen Mutationen, die die Selektionssysteme gefährden auftreten begrenzt. Das aktuelle Protokoll nutzt magnetische Sorting von Oberflächen-markierten Hefe Mutterzellen groß genug Populationen von Zellen alternde Mutter, um seltene Mutationen durch phänotypische Auswahl quantifizieren zu erhalten. Mutationsraten, durch Fluktuation Tests gemessen, und Mutationsfrequenzen werden zuerst für junge Zellen festgelegt und verwendet, um die Häufigkeit von Mutationen in den Mutterzellen verschiedener replikativen Alters vorherzusagen. Mutation Frequenzen werden dann für sortierte Mutterzellen bestimmt, und das Alter der Mutter Zellen mittels Durchflusszytometrie durch Färbung mit einem fluoreszierenden Reagenz, das Knospe Narben auf ihren Zelloberflächen während der Zellteilung gebildet erkennt bestimmt. Vergleich der vorausgesagten Mutationsfrequenzen auf Grundlage der Anzahl der Zellteilungen zu den Frequenzen experimentell für Mutterzellen einer bestimmten Alters replikativen beobachtet kann dann ermitteln, ob es altersbedingte Veränderungen in der Rate der Akkumulation von Mutationen. Variationen dieses Grundprotokoll die Mittel, um den Einfluss von Veränderungen der spezifischen Genfunktionen untersuchen oderspezifischen Umweltbedingungen auf die Mutation, Mechanismen Akkumulation während replikative Alterung Rechnung zugrunde liegenden Genom-Instabilität.

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Combining Magnetic Sorting of Mother Cells and Fluctuation Tests to Analyze Genome Instability During Mitotic Cell Aging in Saccharomyces cerevisiae

Mutationsraten bei jungen Saccharomyces cerevisiae Zellen durch Fluktuation Tests gemessen werden zur Mutationshäufigkeiten für Mutterzellen der verschiedenen replikativen Alter vorherzusagen. Magnetische Sortierung und Durchflusszytometrie werden dann verwendet, um tatsächliche Mutationshäufigkeiten und Alter der Mutter Zellen zu messen, um Abweichungen von der erwarteten Mutationsfrequenzen zu ermitteln.

Die Kombination von Magnet Sortierung der Mutterzellen und Fluktuation Tests zu Genominstabilität Während mitotischen Zellalterung in Analysieren<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

Saccharomyces cerevisiae has been an excellent model system for examining mechanisms and consequences of genome instability. Information gained from this ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

Combining Magnetic Sorting of Mother Cells and Fluctuation Tests to Analyze Genome Instability During Mitotic Cell Aging in Saccharomyces cerevisiae

12.5K Aufrufe.  Rensselaer Polytechnic Institute.  Mutationsraten bei jungen Saccharomyces cerevisiae Zellen durch Fluktuation Tests gemessen werden zur Mutationshäufigkeiten für Mutterzellen der verschiedenen replikativen Alter vorherzusagen. Magnetische Sortierung und Durchflusszytometrie werden dann verwendet, um tatsächliche Mutationshäufigkeiten und Alter der Mutter Zellen zu messen, um Abweichungen von der erwarteten Mutationsfrequenzen zu ermitteln. 

Serie: Combining Magnetic Sorting of Mother Cells and Fluctuation Tests to Analyze Genome Instability During Mitotic Cell Aging in Saccharomyces cerevisiae

Continuous High-resolution Microscopic Observation of Replicative Aging in Budding Yeast

We demonstrate the use of a simple microfluidic setup, in which single budding yeast cells can be tracked throughout their entire lifespan. The microfluidic chip exploits the size difference between mother and daughter cells using an array of micropads. Upon loading, cells are trapped underneath these micropads, because the distance between the micropad and cover glass is similar to the diameter of a yeast cell (3-4 &mu;m). After the loading procedure, culture medium is continuously flushed through the chip, which not only creates a constant and defined environment throughout the entire experiment, but also flushes out the emerging daughter cells, which are not retained underneath the pads due to their smaller size. The setup retains mother cells so efficiently that in a single experiment up to 50 individual cells can be monitored in a fully automated manner for 5 days or, if necessary, longer. In addition, the excellent optical properties of the chip allow high-resolution imaging of cells during the entire aging process.

We describe here the operation of a microfluidic device that allows continuous and high-resolution microscopic imaging of single budding yeast cells during their complete replicative and/or chronological lifespan.

Kontinuierliche Hochauflösende mikroskopische Beobachtung Replikative Aging in Bäckerhefe

We demonstrate the use of a simple microfluidic setup, in which single budding yeast cells can be tracked throughout their entire lifespan. The ...

Forschung

Biotechnik

Quantifying Yeast Chronological Life Span by Outgrowth of Aged Cells

The budding yeast Saccharomyces cerevisiae has proven to be an important model organism in the field of aging research 1. The replicative and chronological life spans are two established paradigms used to study aging in yeast. Replicative aging is defined as the number of daughter cells a single yeast mother cell produces before senescence; chronological aging is defined by the length of time cells can survive in a non-dividing, quiescence-like state 2. We have developed a high-throughput method for quantitative measurement of chronological life span. This method involves aging the cells in a defined medium under agitation and at constant temperature. At each age-point, a sub-population of cells is removed from the aging culture and inoculated into rich growth medium. A high-resolution growth curve is then obtained for this sub-population of aged cells using a Bioscreen C MBR machine. An algorithm is then applied to determine the relative proportion of viable cells in each sub-population based on the growth kinetics at each age-point. This method requires substantially less time and resources compared to other chronological lifespan assays while maintaining reproducibility and precision. The high-throughput nature of this assay should allow for large-scale genetic and chemical screens to identify novel longevity modifiers for further testing in more complex organisms.

Chronological aging in yeast refers to the loss of cell viability associated with time in stationary phase. Here we describe a high-throughput method for quantitatively determining yeast chronological life span.

Die Quantifizierung der Hefe Chronologisches Life Span durch Auswachsen von gealterten Zellen

The budding yeast Saccharomyces cerevisiae has proven to be an important model organism in the field of aging research 1. The replicative and ...

Biologie

A Suppressor Screen for the Characterization of Genetic Links Regulating Chronological Lifespan in Saccharomyces cerevisiae

Aging is the time dependent deterioration of an organism&#8217;s normal biological processes that increases the probability of death. Many genetic factors contribute to alterations in the normal aging process. These factors intersect in complex ways, as evidenced by the wealth of documented links identified and conserved in many organisms. Most of these studies focus on loss-of-function, null mutants that allow for rapid screening of many genes simultaneously. There is much less work that focuses on characterizing the role that overexpression of a gene in this process. In the present work, we present a straightforward methodology to identify and clone genes in the budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, for study in suppression of the short-lived chronological lifespan phenotype seen in many genetic backgrounds. This protocol is designed to be accessible to researchers from a wide variety of backgrounds and at various academic stages. The SIR2 gene, which codes for a histone deacetylase, was selected for cloning in the pRS315 vector, as there have been conflicting reports on its effect on the chronological lifespan. SIR2 also plays a role in autophagy, which results when disrupted via the deletion of several genes, including the transcription factor ATG1. As a proof of principle, we clone the SIR2 gene to perform a suppressor screen on the shortened lifespan phenotype characteristic of the autophagy deficient atg1&#916; mutant and compare it to an otherwise isogenic, wild type genetic background.

A Suppressor Screen for the Characterization of Genetic Links Regulating Chronological Lifespan in Saccharomyces cerevisiae

Here is a protocol to identify genetic interactions through an increased copy number suppressor screen in Saccharomyces cerevisiae. This method allows researchers to identify, clone, and test suppressors in short-lived yeast mutants. We test the effect of the copy number increase of SIR2 on lifespan in an autophagy null mutant.

Ein Suppressor-Bildschirm zur Charakterisierung genetischer Links, die die chronologische Lebensdauer in Saccharomyces cerevisiae regulieren

Aging is the time dependent deterioration of an organism&#8217;s normal biological processes that increases the probability of death. Many genetic factors ...

Genetik

A high-throughput method to globally study the organelle morphology in S. cerevisiae

High-throughput methods to examine protein localization or organelle morphology is an effective tool for studying protein interactions and can help achieve an comprehensive understanding of molecular pathways. In Saccharomyces cerevisiae, with the development of the non-essential gene deletion array, we can globally study the morphology of different organelles like the endoplasmic reticulum (ER) and the mitochondria using GFP (or variant)-markers in different gene backgrounds. However, incorporating GFP markers in each single mutant individually is a labor-intensive process. Here, we describe a procedure that is routinely used in our laboratory. By using a robotic system to handle high-density yeast arrays and drug selection techniques, we can significantly shorten the time required and improve reproducibility. In brief, we cross a GFP-tagged mitochondrial marker (Apc1-GFP) to a high-density array of 4,672 nonessential gene deletion mutants by robotic replica pinning.  Through diploid selection, sporulation, germination and dual marker selection, we recover both alleles. As a result, each haploid single mutant contains Apc1-GFP incorporated at its genomic locus. Now, we can study the morphology of mitochondria in all non-essential mutant background. Using this high-throughput approach, we can conveniently study and delineate the pathways and genes involved in the inheritance and the formation of organelles in a genome-wide setting.

GFP-fusion proteins are widely used to visualize organelles by confocal microscopy. However, screening for mutations that affect the morphology of organelles generally requires individual mutagenesis and is time consuming. Here, we demonstrate a method to simultaneously incorporate organelle-GFP markers in almost 5,000 non-essential genes in yeast.

Ein High-Throughput-Verfahren zur global Studie der Organellen-Morphologie in S. cerevisiae

High-throughput methods to examine protein localization or organelle morphology is an effective tool for studying protein interactions and can help ...

Live Cell Imaging of Chromosome Segregation During Mitosis

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled by multiple mechanisms that include the Spindle Assembly Checkpoint (SAC). The SAC is part of a complex feedback system that is responsible for prevention of a cell progress through mitosis unless all chromosomal kinetochores have attached to spindle microtubules. Chromosomal lagging and abnormal chromosome segregation is an indicator of dysfunctional cell cycle control checkpoints and can be used to measure the genomic stability of dividing cells. Deregulation of the SAC can result in the transformation of a normal cell into a malignant cell through the accumulation of errors during chromosomal segregation. Implementation of the SAC and the formation of the kinetochore complex are tightly regulated by interactions between kinases and phosphatase such as Protein Phosphatase 2A (PP2A). This protocol describes live cell imaging of lagging chromosomes in mouse embryonic fibroblasts isolated from mice that had a knockout of the PP2A-B56&#947; regulatory subunit. This method overcomes the shortcomings of other cell cycle control imaging techniques such as flow cytometry or immunocytochemistry that only provide a snapshot of a cell cytokinesis status, instead of a dynamic spatiotemporal visualization of chromosomes during mitosis.

This protocol describes an easy and convenient method to label and visualize live chromosomes in mitotic cells using Histone2B-GFP BacMam 2.0 label and a spinning disc confocal microscopy system.

Live Cell Imaging der Segregation der Chromosomen während der Mitose

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled ...

Entwicklungsbiologie

Evaluation of the Spindle Assembly Checkpoint Integrity in Mouse Oocytes

Aneuploidy is the leading genetic abnormality causing early miscarriage and pregnancy failure in humans. Most errors in chromosome segregation that give rise to aneuploidy occur during meiosis in oocytes, but why oocyte meiosis is error-prone is still not fully understood. During cell division, cells prevent errors in chromosome segregation by activating the spindle assembly checkpoint (SAC). This control mechanism relies on detecting kinetochore (KT)-microtubule (MT) attachments and sensing tension generated by spindle fibers. When KTs are unattached, the SAC is activated and prevents cell-cycle progression. The SAC is activated first by MPS1 kinase, which triggers the recruitment and formation of the mitotic checkpoint complex (MCC), composed of MAD1, MAD2, BUB3, and BUBR1. Then, the MCC diffuses into the cytoplasm and sequesters CDC20, an anaphase-promoting complex/cyclosome (APC/C) activator. Once KTs become attached to microtubules and chromosomes are aligned at the metaphase plate, the SAC is silenced, CDC20 is released, and the APC/C is activated, triggering the degradation of Cyclin B and Securin, thereby allowing anaphase onset. Compared to somatic cells, the SAC in oocytes is not as effective because cells can undergo anaphase despite having unattached KTs. Understanding why the SAC is more permissive and if this permissiveness is one of the causes of chromosome segregation errors in oocytes still needs further investigation. The present protocol describes the three techniques to comprehensively evaluate SAC integrity in mouse oocytes. These techniques include using nocodazole to depolymerize MTs to evaluate the SAC response, tracking SAC silencing by following the kinetics of Securin destruction, and evaluating the recruitment of MAD2 to KTs by immunofluorescence. Together these techniques probe mechanisms needed to produce healthy eggs by providing a complete evaluation of SAC integrity.

Error in chromosome segregation is a common feature in oocytes. Therefore, studying the spindle assembly checkpoint gives important clues about the mechanisms needed to produce healthy eggs. The present protocol describes three complementary assays to evaluate spindle assembly checkpoint integrity in mouse oocytes.

Evaluation der Integrität des Spindel-Assemblierungs-Checkpoints in Maus-Eizellen

Aneuploidy is the leading genetic abnormality causing early miscarriage and pregnancy failure in humans. Most errors in chromosome segregation that give ...

Studying Age-dependent Genomic Instability using the S. cerevisiae Chronological Lifespan Model

Studies using the Saccharomyces cerevisiae aging model have uncovered life span regulatory pathways that are partially conserved in higher eukaryotes1-2. The simplicity and power of the yeast aging model can also be explored to study DNA damage and genome maintenance as well as their contributions to diseases during aging. Here, we describe a system to study age-dependent DNA mutations, including base substitutions, frame-shift mutations, gross chromosomal rearrangements, and homologous/homeologous recombination, as well as nuclear DNA repair activity by combining the yeast chronological life span with simple DNA damage and mutation assays. The methods described here should facilitate the identification of genes/pathways that regulate genomic instability and the mechanisms that underlie age-dependent DNA mutations and cancer in mammals.

Studying Age-dependent Genomic Instability using the S. cerevisiae Chronological Lifespan Model

Here we describe a set of DNA mutation assays that can be combined with the yeast chronological life span model to study the genes/pathways that regulate or contribute to genomic DNA instability during aging.

Studieren Altersabhängige genomische Instabilität mit der S. cerevisiae Chronologisch Lebensdauer Modell

Studies using the Saccharomyces cerevisiae aging model have uncovered life span regulatory pathways that are partially conserved in higher eukaryotes1-2. ...

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

Zygotes are essential intermediates between haploid and diploid states in the life cycle of many organisms, including yeast (Figure 1) 1. S. cerevisiae zygotes result from the fusion of haploid cells of distinct mating type (MATa, MATalpha) and give rise to corresponding stable diploids that successively generate as many as 20 diploid progeny as a result of their strikingly asymmetric mitotic divisions 2. Zygote formation is orchestrated by a complex sequence of events: In this process, soluble mating factors bind to cognate receptors, triggering receptor-mediated signaling cascades that facilitate interruption of the cell cycle and culminate in cell-cell fusion. Zygotes may be considered a model for progenitor or stem cell function.
Although much has been learned about the formation of zygotes and although zygotes have been used to investigate cell-molecular questions of general significance, almost all studies have made use of mating mixtures in which zygotes are intermixed with a majority population of haploid cells 3-8. Many aspects of the biochemistry of zygote formation and the continuing life of the zygote therefore remain uninvestigated.
Reports of purification of yeast zygotes describe protocols based on their sedimentation properties 9; however, this sedimentation-based procedure did not yield nearly 90% purity in our hands. Moreover, it has the disadvantage that cells are exposed to hypertonic sorbitol. We therefore have developed a versatile purification procedure. For this purpose, pairs of haploid cells expressing red or green fluorescent proteins were co-incubated to allow zygote formation, harvested at various times, and the resulting zygotes were purified using a flow cytometry-based sorting protocol. This technique provides a convenient visual assessment of purity and maturation. The average purity of the fraction is approximately 90%. According to the timing of harvest, zygotes of varying degrees of maturity can be recovered. The purified samples provide a convenient point of departure for "-omic" studies, for recovery of initial progeny, and for systematic investigation of this progenitor cell.

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

To purify zygotes of S. cerevisiae, haploid cells of opposite mating type were engineered to express red or green fluorescent proteins, co-incubated to allow zygote formation, and fractionated using a flow cytometry-based protocol. The highly-enriched fraction enables subsequent "-omic" studies, recovery of initial progeny, and systematic investigation of zygote morphogenesis.

Durchflusszytometrie-basierte Reinigung von<em&gt; S. cerevisiae</em&gt; Zygotes

Zygotes are essential intermediates between haploid and diploid states in the life cycle of many organisms, including yeast (Figure 1) 1. S. cerevisiae ...

Isolating Intestinal Stem Cells from Adult Drosophila Midguts by FACS to Study Stem Cell Behavior During Aging

Aging tissue is characterized by a continuous decline in functional ability. Adult stem cells are crucial in maintaining tissue homeostasis particularly in tissues that have a high turnover rate such as the intestinal epithelium. However, adult stem cells are also subject to aging processes and the concomitant decline in function. The Drosophila midgut has emerged as an ideal model system to study molecular mechanisms that interfere with the intestinal stem cells&#8217; (ISCs) ability to function in tissue homeostasis. Although adult ISCs can be easily identified and isolated from midguts of young flies, it has been a major challenge to study endogenous molecular changes of ISCs during aging. This is due to the lack of a combination of molecular markers suitable to isolate ISCs from aged intestines. Here we propose a method that allows for successful dissociation of midgut tissue into living cells that can subsequently be separated into distinct populations by FACS. By using dissociated cells from the esg-Gal4, UAS-GFP fly line, in which both ISCs and the enteroblast (EB) progenitor cells express GFP, two populations of cells are distinguished based on different GFP intensities. These differences in GFP expression correlate with differences in cell size and granularity and represent enriched populations of ISCs and EBs. Intriguingly, the two GFP-positive cell populations remain distinctly separated during aging, presenting a novel technique for identifying and isolating cell populations enriched for either ISCs or EBs at any time point during aging. The further analysis, for example transcriptome analysis, of these particular cell populations at various time points during aging is now possible and this will facilitate the examination of endogenous molecular changes that occur in these cells during aging.

Isolating Intestinal Stem Cells from Adult Drosophila Midguts by FACS to Study Stem Cell Behavior During Aging

Understanding the endogenous molecular changes in adult stem cells during aging requires isolating the cells of interest. The method described here presents a simple and robust approach to enrich for and isolate Drosophila intestinal stem cells and the enteroblast progenitor cells by FACS at any time point during aging.

Isolieren von Stammzellen des Darms von Adult<em&gt; Drosophila</em&gt; Mitteldärmen durch FACS, um Stammzellverhalten Studie während des Alterns

Aging tissue is characterized by a continuous decline in functional ability. Adult stem cells are crucial in maintaining tissue homeostasis particularly ...

Using Microfluidic Devices to Measure Lifespan and Cellular Phenotypes in Single Budding Yeast Cells

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects on the lifespan across species. However, the molecular causes of aging and death remain elusive. To gain a systematic understanding of the molecular mechanisms underlying yeast aging, we need high-throughput methods to measure lifespan and to quantify various cellular and molecular phenotypes in single cells. Previously, we developed microfluidic devices to track budding yeast mother cells throughout their lifespan while flushing away newborn daughter cells. This article presents a method for preparing microfluidic chips and for setting up microfluidic experiments. Multiple channels can be used to simultaneously track cells under different conditions or from different yeast strains. A typical setup can track hundreds of cells per channel and allow for high-resolution microscope imaging throughout the lifespan of the cells. Our method also allows detailed characterization of the lifespan, molecular markers, cell morphology, and the cell cycle dynamics of single cells. In addition, our microfluidic device is able to trap a significant amount of fresh mother cells that can be identified by downstream image analysis, making it possible to measure the lifespan with higher accuracy.

This article presents a protocol optimized for the production of microfluidic chips and the setup of microfluidic experiments to measure the lifespan and cellular phenotypes of single yeast cells.

Mikrofluidik-Geräte mit Measure Lebensdauer und Cellular Phänotypen in Einzel Budding Hefezellen

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects ...

Die Kombination von Magnet Sortierung der Mutterzellen und Fluktuation Tests zu Genominstabilität Während mitotischen Zellalterung in Analysieren

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